ULISES ROMERO MÉNDEZ. 2017. SIG GRATIS PARA BIÓLOGOS. LABORATORIO DE SITEMAS DE INFORMACIÓN GEOGRÁFICA (GISLAB). FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS DE LA UNIVERSIDAD JUÁREZ DEL ESTADO DE DURANGO. FEBRERO DEL 2017.
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  BIOLOGÍA_GISLAB
  MANUAL DE PRÁCTICAS DE BIOLOGÍA DE CAMPO I_antiguo
 
 UNIVERSIDAD JUÁREZ DEL ESTADO DE DURANGO
ESCUELA SUPERIOR DE BIOLOGIA
LABORATORIO DE SISTEMAS DE INFORMACIÓN GEOGRÁFICA (GISLAB)
 
 

 Realizado por:
 M. C. Ulises Romero Méndez
 
 
 MANUAL DE PRÁCTICAS DE BIOLOGÍA DE CAMPO I
M. C. ULISES ROMERO MÉNDEZ
 
 Grupo de IV semestre de la Carrera de Biología
 
 
 
 
 
 
 
 
Gómez Palacio, Dgo.                                                                        Septiembre, 2008
 
DIRECTORIO.
 
 
RECTORÍA
 
C. P. Rubén Calderón Luján
Rector
 
Dr.. Salvador Rodríguez Lugo
Secretario General
 
 
ESCUELA SUPERIOR DE BIOLOGÍA
 
 
M. C. Osvaldo García Saucedo
Director
 
M. C. Ma. Edubiges Cisneros Valdéz
Secretaria Académica
 
Biol. Pesq. Fernando Alonzo Rojo
Secretario Administrativo
 
M. C. Ulises Romero Méndez
Coordinador
 


 
 1.    MISIÓN Y VISIÓN
1.1. MISIÓN DE LA ESCUELA SUPERIOR DE BIOLOGÍA.
·         Formar biólogos generales, gestores de la naturaleza, capaces de detectar, investigar y proponer soluciones a problemas relacionados con los seres vivos y su manejo. Con la convicción de que la conservación de la biodiversidad y los ecosistemas que la contienen son esenciales para la sobrevivencia de los seres humanos.
·         Contribuir al desarrollo sustentable de la región, a través de la generación y aplicación de conocimientos, prestación de servicios profesionales y de transferencia de tecnología, en aspectos relacionados con ecología y manejo de ecosistemas del norte de México.
 
1.2. VISIÓN 2010.
La consideración del ambiente interno y del contexto en el que se inserta nuestra unidad académica, nos motiva a establecer un escenario del futuro que queremos al año 2010.
 
La ESB:
·         Contribuirá al desarrollo de las Ciencias Biológicas, para permitir el conocimiento, valoración, conservación y utilización racional de los recursos naturales del norte de México, a través de la formación integral de profesionales de la Biología, con la capacidad de influir en el mejoramiento de la calidad de vida de sus habitantes.
·         Contará con el programa de Biólogo acreditado, con base en un modelo educativo flexible y centrado en el aprendizaje.
·         Estará vinculada con los sectores público, privado y social para ser referente en la resolución de problemas relacionados con los recursos naturales.
·         Todo lo anterior enmarcado en la concepción del desarrollo sustentable, con perspectiva de equidad de género y respeto a los derechos humanos.
 
 2. LAS METAS DEL CURSO
Por lo general, los biólogos han pasado muchas horas desde su niñez persiguiendo las hormigas guerreras por la hojarasca, llevando su imaginación a otras partes del mundo con una migración de mariposas, colectando semillas rojas, chocolates, negras, grises, blancas y verdes, determinando cuántos tipos de insectos viven en un solo charco, criando ranas de renacuajos, alimentando a peces para ver qué comen, y colectando picadas de garrapatas, coloradillas y zancudos, intentando ver qué tipo de pájaro canta así en el sotobosque. Para los niños, no hay límites en las preguntas que acompañan las observaciones; pero como niños no tenemos las herramientas para poder contestarlas.
Años después, en la universidad, aprendemos muchos "hechos" – frecuentemente respuestas a preguntas que nunca hicimos sobre miles de hechos, nombres, ciclos y teorías. Poco a poco, acumulamos los materiales necesarios para construir un biólogo. Desafortunadamente, muchas veces estamos tan enfocados en los materiales que ignoramos las herramientas que requieren los biólogos. Las herramientas más importantes para los biólogos son las de unir las preguntas del niño con el conocimiento de los adultos. Las herramientas de observar y preguntar. Al fondo de todo en la biología se encuentran las observaciones de la naturaleza en el campo. Las “observaciones” dan luz a las preguntas y nuestro trabajo como biólogos es formular hipótesis apropiadas para éstas y saber cómo hacer más observaciones para probar las hipótesis. Nuestro papel más importante es comunicar las respuestas al mundo y ayudar a interpretarlas.
El CURSO de Biología de Campo I, en la ESB-UJED, fue ideado para brindar la oportunidad de observar, preguntar, investigar y comunicar fenómenos naturales en La sierra El Sarnoso y en las áreas asociadas. Como profesores en el curso, hemos visto que una fuente de información sobre varios aspectos básicos del trabajo de campo facilitará el aprendizaje de las técnicas más importantes de biología de campo I. Este libro es producto de nuestras experiencias en la sierra y en otras áreas y debe complementarse con observaciones e investigaciones en el campo. Es una oportunidad para usar todos nuestros sentidos, para unir los "hechos" y teorías de los libros con los "hechos" del mundo natural y para desarrollar un juego de herramientas que sirva a cualquier futuro profesional. El curso brinda oportunidades a los biólogos - ¡aprovéchenlas! (modificado del curso Gigante).
 
 
3. HISTORIA Y ESTRUCTURA DEL CURSO.
3.1. Tradición.
El curso tiene sus raíces en la tradición de 5 años de cursos en biología de campo I ofrecidos por la Organización Escuela Superior de Biología. El concepto central de los cursos de este estilo es "solo se aprende biología haciendo biología" y se considera la voluntad e iniciativa de los propios estudiantes como las bases del curso. Como guía en el camino de biología de campo I, el instructor con experiencia en varios campos de investigación ayuda a los grupos de estudiantes a planificar, hacer, analizar y presentar proyectos de investigación de corto plazo. En lugar de aprender al leer u oír, aprenden haciendo (modificado del curso Gigante).
3.2. Estructura
Las investigaciones de campo generalmente caen dentro de una o más de estas cuatro sub-disciplinas: cartografía, GPS, distribución espacial, técnicas de muestreo y descripción del hábitat. En las investigaciones cartográficas y técnicas de muestreo, consideramos la abundancia, densidad o distribución espacial de una sola especie. Bajo el título de técnicas de muestreo y descripción del hábitat, estudiamos la diversidad o estructura de varias especies en un hábitat, y su nomenclatura fisonómica o “De Visu”.
 
3.3. Sede del curso
ESB-UJED, junto con la sierra El Sarnoso y sierras alrededor de la misma que constituyen La Comarca Lagunera de Durango (Figura 1). Desde el año 2000, la sede del curso es la ESB-UJED ha sido La sierra El Sarnoso. Ésta sierra tiene un área de aproximadamente 156 km2 (Figura 2), cubierta principalmente vegetación desértica rosetófila, con una sección de matorral de Juníperus en las partes mas altas de la sierra de Mapimí. La topografía es muy quebrada y seca.
 
3.4. Requisitos del curso
El requisito más importante es que cada estudiante aproveche todas la oportunidades que se presentan a lo largo del curso: las charlas, las caminatas, los proyectos de campo, las presentaciones, así como la utilización del tiempo libre para hablar sobre la ciencia y la naturaleza con otros estudiantes y con el Profesor. Además, cada estudiante tiene las responsabilidades siguientes:
(1) presentar un proyecto de grupo
(2) escribir un informe de un proyecto de grupo,
(3) presentar un proyecto individual y
(4) escribir un informe de un proyecto individual
Los proyectos de grupo consisten de más o menos 5 estudiantes quienes trabajan con la ayuda del Profesor. Todos los estudiantes del grupo son responsables del proyecto de grupo: el expositor es solamente el vocero del mismo. Para los manuscritos, por lo menos uno o dos estudiantes del grupo deben leer y corregir un borrador del informe antes de dárselo al Maestro. Los proyectos individuales pueden ser hechos por una o dos personas. Cuando los proyectos tienen más de un autor, todos deben contribuir a la presentación y al informe. El maestro dará comentarios de los borradores de todos los informes, los cuales deben ser usados para mejorar la entrega final. Todos los informes serán analizados al finalizar cada práctica.
 
3.5. Artículos para llevar al curso
El curso abastece todos los materiales necesarios para los proyectos de campo, presentaciones y otros requisitos del curso. Es responsabilidad de cada estudiante estar preparado para pasar muchas horas bajo condiciones muy variadas: sentado en el Desierto, sobre piedras, mirando plantas, tomando datos en el sol, pasando o caminando cientos de metros en la sierra.
 
Cada estudiante debe llevar al curso los siguientes artículos:
 
·         Ropa de campo
·         Ropa cómoda para la estación
·         Linterna con pilas extras
·         Calculadora
·          Reloj
·          Repelente para insectos
·          Protector solar
·          Sombrero
·          Cantimplora
·         Botas para el campo
·         Paraguas o impermeable
 
Adicionalmente, estas cosas serían muy útiles, pero opcionales:
·          Brújula
·          Navaja de bolsillo
·          Binoculares
·          Lupa
·          Cámara fotográfica
·          Guías de campo
·         Materiales especiales para proyectos individuales
     
3.6. Seguridad en el campo.
Las sierras de la Comarca están llenas de maravillas biológicas y la probabilidad de encontrarse en situaciones peligrosas es muy baja; no obstante, es importante comportarse de una manera inteligente cuando se está en el campo y estar preparado para sorpresas. A continuación, detallamos unas sugerencias que contribuirán a que disfrutes de tus investigaciones en el campo con seguridad.
3.6.1. Avisa siempre a otras personas adónde vas y cuándo vas a regresar. Si no regresas una hora después de la hora indicada, las personas van a buscarte.
3.6.2. Cuando vayas al campo siempre lleva (1) agua, (2) brújula, (3) mapa, (4) navaja de bolsillo y (5) una linterna pequeña. Es muy importante saber usar la brújula y el mapa.
3.6.3. Si eres alérgico a abejas o a avispas, siempre lleva un "AnaKit”. Notifica al coordinador y a tus compañeros que eres alérgico.
3.6.4. Si estás perdido en el campo, ¡SIENTATE! .Trata de escuchar las llamadas de los que están buscándote y contesta.
3.6.5. Siempre deja suficiente tiempo para volver a la estación antes del atardecer. La oscuridad cae rápidamente en la sierra, a las 1800 h. Si te asusta la noche y no llevas linterna, busca un sitio cómodo, siéntate y relájate. Disfruta la noche mientras escuchas a la otra gente que te busca y ayúdalos con la lámpara.
3.6.6. Si te pican las abejas, avispas, alacranes o hormigas, regresa a la estación inmediatamente. Aunque no tengas antecedentes de problemas con picadas de insectos, es posible tener reacciones hipersensitivas en cualquier momento, lo cual puede empezar horas después de la picada.
3.6.7. Las serpientes venenosas son escasas en la sierra, pero si eres picado por una serpiente, MANTEN LA CALMA. Nota bien qué tipo de serpiente te picó - colores, forma de la cabeza, patrones, etc. NUNCA, NUNCA, NUNCA debes cortar la piel para chupar el veneno - El veneno de las víboras tiene un efecto anti-coagulante, y en vez de ayudar en la situación, solamente va a aumentar la pérdida de sangre. Cuentas con 4 horas para llegar al hospital y empezar el tratamiento médico. Lo más importante es respirar lenta y profundamente y no correr. Si estás solo, camina hacia la estación. Si estás con un compañero, el compañero debe ayudarte a caminar. Con dos o más compañeros, uno se debe quedar con el paciente mientras el otro va rápidamente en busca de ayuda.
 
 4. BREVE GUÍA PARA ESCRIBIR EN FORMATO CIENTÍFICO POR MANUEL GUARIGUATA
La escritura científica se caracteriza principalmente por exhibir un estilo conciso (evite usar expresiones como "etc."), objetivo y libre de ambigüedades. En este curso se requiere presentar los datos en forma escrita obedeciendo al estilo científico; es decir, el mismo formato usado en revistas especializadas. Obviamente, existe siempre un componente personal en la forma de escribir y esto es tan importante como la presentación objetiva de los datos. Sin embargo, ya que todos los trabajos de este curso serán compilados en un solo volumen, deben seguirse ciertas reglas de estilo de manera de conferirle uniformidad al producto final.
Todos los trabajos deben contener las siguientes secciones que deben estar ubicadas correctamente según los títulos.
4.1. RESUMEN
Se describen las características más importantes del estudio y los resultados claves, en dos o tres frases.
4.2. INTRODUCCIÓN
Aquí se presenta el problema. Al inicio de la introducción, se da una idea del tema
General del proyecto - por ejemplo, si se trata de la diversidad de especies, o la estabilidad de las poblaciones, o del flujo de energía entre los niveles tróficos. Luego, se da una breve descripción del porqué del estudio, y se describe al organismo y su ecología. Por ejemplo:
"En este estudio se determinó el efecto de la exclusión de roedores sobre los niveles de depredación de semillas en el árbol del dosel Dipteryx panamensis. Esta especie abunda en los bosques lluviosos de Panamá y fructifica entre mayo y julio."
Finalmente, se describe brevemente la hipótesis de trabajo:
"Se trató de probar la hipótesis de que las semillas cubiertas por una jaula metálica sufren menor depredación que aquellas dejadas al descubierto."
4.3. METODOLOGÍA
Se describen los pasos que se utilizaron para estudiar el problema, qué tipo de prueba estadística se utilizó, y qué problemas se presentaron durante la recolección de datos que haya ameritado modificaciones posteriores. La meta es dar toda la información necesaria para que otro científico pueda repetir el estudio. No escriba lo que no se hizo - por ejemplo, "... no se escogieron árboles entre 10 y 20 m de altura porque ...", ni debe dar información que no sea necesaria para alguien que quiere repetir la investigación.
4.4. RESULTADOS
Se describen brevemente, en forma verbal y con tablas o gráficos, los resultados
obtenidos. La interpretación de los resultados se hace en la discusión, NO aquí. Cada
gráfico y tabla debe enumerarse y llevar una corta leyenda (en tablas arriba y en gráficos abajo)
y debe citarse en el texto. No es adecuado decir "los resultados obtenidos se encuentran en la Fig. 1". Es muy importante referirse a los resultados desde un punto de vista biológico y no estadístico. Recuerda que la estadística es una herramienta que nos sirve para darle validez a nuestros resultados, pero lo importante es destacar la relación entre los datos y la hipótesis -
"Las semillas sufrieron mayor depredación en sitios de alta densidad comparados con los sitios con pocas semillas (Fig. 1).".
No pueden usarse colores en los gráficos, éstos han de ser de calidad adecuada y el tamaño de los símbolos lo suficientemente grande para hacer buenas fotocopias.
4.5. DISCUSIÓN
En esta sección se interpretan los resultados y se explica si los datos apoyan o rechazan la hipótesis inicial. En este caso, se especula acerca de las posibles razones. Es muy importante considerar las implicaciones de los resultados en términos ecológicos. No solamente repetir los resultados y explicar el porqué de ellos, si no también especular acerca de la importancia de los mismos en relación a otros componentes. En el párrafo final, se concluye a manera de epílogo acerca de los resultados obtenidos y se comenta sobre la contribución del estudio al conocimiento general de las temas introducidos al inicio de la investigación. Aquí pueden añadirse unas líneas acerca de futuras recomendaciones o plantear nuevos experimentos a seguir.
4.6. BIBLIOGRAFÍA
Toda referencia bibliográfica citada en el texto debe incluirse en esta sección y viceversa. La forma convencional es la siguiente:
 
Libros: Autor(es). Año. Título. Editorial, Lugar de Edición. Número de páginas.
 
Leigh, E. G. Jr., A. S. Rand, y D. M. Windsor (editores). 1990. Ecología de un Bosque Tropical. Ciclos estacionales y cambios a largo plazo. Smithsonian Tropical Research Institute, Balboa, Panamá. 430 pp.
Artículos: Autor(es). Año. Título. Nombre de la revista. Volumen: páginas.
Putz, F. E. 1984. The natural history of lianas on Barro Colorado Island, Panamá. Ecology 65 : 1713-1724. 17
 
Capítulo de un libro: Autor(es). Año. Título. Páginas. En: Nombre del libro. Editorial, Lugar de edición.
 
Foster, R. B. 1990. Ciclo estacional de caída de frutos en la isla de Barro Colorado. Pp. 219-233. En: Leigh, E. G. Jr., A. S. Rand, y D. M. Windsor (editores). Ecología de un Bosque Tropical. Ciclos estacionales y cambios a largo plazo. Smithsonian Tropical Research Institute, Balboa, Panamá.
 
La manera correcta de citar una referencia bibliográfica en el texto, es la siguiente:
 
"En Barro Colorado existe más de un pico estacional de caída de frutos (Foster 1990)".
 
Cuando la referencia contiene más de dos autores, se coloca el sufijo "et al.":
"Información adicional sobre la flora y fauna de Barro Colorado se encuentra en Leigh et al. (1990)."
 
 
 5. REGLAS Y SUGERENCIAS DE ESTILO PARA MANUSCRITOS CIENTÍFICOS
5.1. Nombres científicos
• En itálicas, con la primera letra del genero en mayúscula y la primera letra de la especie en minúscula. Ejemplo: Anacardium excelsum.
• La primera vez que se presenta el nombre en el manuscrito, se debe usar el nombre completo, junto con la familia. Ejemplo: Anacardium excelsum (Anacardiaceae).
• Después de la primera vez en un artículo, se puede usar la forma corta: A. excelsum.
5.2. Unidades de medidas
• Usar solamente unidades del Estándar Internacional; usar abreviaciones (cm, m, km, g, kg, m2, cm2, mL, L, MPa, seg, min, °C). Ejemplo: un área de 15 km2.
• Cuando tienes medidas compuestas, si hay dos unidades, sepáralos con una "/"; si hay tres o más, debes usar exponentes. Ejemplo: 23 plantas / m2; 1.5 L m-2 min-1.
5.3. Mantener el paralelismo
• Si el estudio tiene más de un componente, presentar los componentes en el mismo orden en la Introducción, la Metodología, los Resultados, y la Discusión. Esto va a ayudar mucho al lector.
5.4. Dar crédito a las fuentes de ideas y datos
• Cuando tomas información de un libro o artículo para usar en tu estudio, hay que dar crédito en la entrega. Cada cosa incluída en el texto debe incluirse en la bibliografía y cada cosa en la bibliografía se debe ubicar en el texto también.
5.5. Ayudar al lector
• Es trabajo del escritor comunicarse con el lector, no del lector desarmar los nudos del autor.
• Cada párrafo debe empezar con una frase que da el mensaje más importante del párrafo.
Las frases siguientes dan detalles y apoyan a la primera frase. Debe ser posible leer solamente la primera frase de cada párrafo en el artículo y recibir el mensaje central del manuscrito. Cuando estás escribiendo, a veces ayuda escribir todas las "primeras frases" primero y después volver y llenar los huecos.
5.6. Tablas y gráficos
• Las tablas y los gráficos deben ser comprensibles sin necesidad del texto. La leyenda de una tabla se pone arriba de la tabla y la de un gráfico, abajo.
5.7. Estadísticas
• Cuando se presenta la estadística en el texto, siempre hay que presentar toda la
información necesaria para decidir si los datos son confiables. Los promedios deben llevar una medida de desviación estándar y el tamaño de la muestra y las pruebas deben tener (1) el tipo y valor de la estadística, (2) indicación del tamaño de la muestra o grados de libertad, (3) el valor de significación y (4) el tipo de prueba, si no es obvio de la estadística.
• Ejemplo: "La plantas en el sol tenían hojas significativamente más grande (promedio = 15.8, d.e.= 2.3, n = 24) que las de sombra (promedio = 7.6, d.e. = 4.2, n=22) (t = 25.3, g.l.= 20, P = .01)."
5.8. Voz y tiempo
• Muchas revistas científicas ahora prefieren la voz activa sobre la voz pasiva. Ejemplo:
"Sembramos las semillas en suelo colectado cerca del árbol madre", en vez de "Las semillas se sembraron en suelo colectado cerca del árbol madre". Puedes usar cualquiera de las dos, pero debes ser consistente.
• Usar el tiempo presente cuando escribes de datos ya publicados. Usar los tiempos pasados cuando escribes sobre el estudio actual. Ejemplo: "En Barro Colorado existe más de un pico estacional de caída de frutos (Foster 1990). En nuestro estudio, las especies de árboles estudiados mostraron picos de caída tanto en enero como en junio."
5.9. Ejemplo de gráficos correctos e incorrectos.
 
 
 
 6. CARTOGRAFÍA.
Perfil del estudiante: Al terminar el curso el alumno conocerá las bases cartográficas como los sistemas de proyección (cilíndrica, cónica y azimutal), para realizar ubicación geográfica de terrenos, reconocimientos, inventarios y mediciones geofísicas, tendrá las bases para manejar el programa de SIG Global mapper, además, podrá entender cartografía digital, para aplicarlo al análisis de los recursos naturales. En el transcurso del curso el alumno se podrá desempeñar en varias aplicaciones profesionales relacionadas a la biogeografía.
 
Misión y Visión de la Unidad: Capacitar entrenar al alumno en varias técnicas que le permitan adquirir un conocimiento firme en la caracterización de los recursos naturales, que le permitan tener una visión más clara sobre la aplicación de técnicas como herramientas modernas como “La Cartografía digital”, análisis rápidos de información espacial que ayuden en la toma de decisiones en la localización y caracterización de los recursos naturales.
 
Objetivo general: Introducir al alumno en el conocimiento y manejo de la Cartografía, como una herramienta de análisis, manipulación y recuperación de información georreferenciada en forma rápida, aplicándola a la localización, caracterización y manejo de los recursos naturales.
 
Descripción del curso.
Comienza con una introducción de la cartografía como base de la información automatizada o digital. Para finalizar el alumno deberá realizar un trabajo de aplicación “ensayo de ordenamiento”, para aplicar las técnicas aprendidas.
6.1. Introducción.
1. Cartografía. Ciencia que estudia los diferentes métodos y sistemas para representar sobre un plano una parte o la totalidad de la superficie terrestre, de modo que las deformaciones sean mínimas o que la representación cumpla condiciones especiales para su posterior utilización.
Dependiendo de la dimensión de superficie a representar será suficiente con un simple plano (Topografía) o una superficie más compleja similar a la superficie terrestre (Geodesia).
MAPA
Representación geométrica plana, simplificada y convencional de la superficie terrestre dentro de una relación de similitud que se denomina escala. Un mapa es un modelo gráfico de la superficie terrestre donde se representan localizaciones espaciales, sus atributos y sus relaciones topológicas.
 
NO CONFUNDIR MAPA Y PLANO
MAPA: Tiene en cuenta la esfericidad terrestre.
PLANO: No tiene en cuenta la esfericidad terrestre.
 
2. Cartografía básica, Cartografía derivada y Cartografía temática
 
CARTOGRAFÍA BÁSICA
Se elabora a partir de procesos directos de observación y medición de la
superficie terrestre. Son los mapas topográficos puramente dichos.
 
CARTOGRAFÍA DERIVADA
Se realiza a partir de la generalización de la información topográfica que
viene representada en la cartografía básica existente.
 
CARTOGRAFÍA TEMÁTICA
Utiliza como soporte cartografía básica o derivada, para desarrollar algún
aspecto concreto o algún fenómeno.
 
3. Problemas asociados a la Cartografía
A la hora de representar la Superficie Terrestre aparecen varios problemas:
 
Las dimensiones de la zona a representar
son muy extensas SOLUCIÓN = ESCALA
 
La Superficie que queremos representar
no es plana SOLUCIÓN = PROYECCIÓN
 
a). Escala
 
DEFINICIÓN
 
Es la razón de semejanza entre la superficie real y la representación cartográfica.
A la hora de generar cualquier tipo de cartografía ¡IMPORTANTE! incluir una
Escala gráfica
 Donde:
Dm = distancia en el mapa
Dr = distancia real
N = escala
 
En relación a la escala tenemos la siguiente clasificación:
• Mapas de pequeña escala: 1/100.000 y menores
• Mapas de mediana escala: entre 1/100.000 y 1/10.000
• Mapas de gran escala o planos: a partir de ½.000
6.2. LATITUD Y LONGITUD
6.2.1. El Globo terrestre
La Tierra tiene una forma casi esférica, presentando un achatamiento en la zona de los polos debido a las fuerzas que se aplican a una masa que como la suya está en movimiento. Para los conceptos que seguidamente se exponen se considera como una esfera.
El eje de giro de nuestra Tierra es una línea imaginaria que corta a la esfera en dos puntos llamados Polos Geográficos Norte y Sur.
Un plano imaginario que contenga el punto centro de la Tierra y que sea perpendicular al eje antes citado corta la superficie de la tierra en una línea circular de unos 40.000 kilómetros denominada Ecuador. El Ecuador divide la tierra en dos semiesferas denominadas Hemisferios Norte y Sur.
 
Un plano imaginario que contenga los polos corta la superficie de la tierra en una línea circular que tomada de Polo Norte a Polo Sur se denomina Meridiano.
Un plano imaginario perpendicular (90º) al eje de giro de la tierra y paralelo al Plano que define la línea del Ecuador, en cualquiera de los Hemisferios, corta a la Tierra en una línea circular denominada Paralelo.
 
 
 
 
 
 
 
 
El Ecuador y los Meridianos se definen como Círculos Máximos de la Tierra, ya que el radio de todos ellos coinciden con el radio de la tierra. Para dar una idea de la importancia del manejo del concepto de circulo máximo, tan solo decir que así como la distancia más corta entre dos puntos de un plano es una línea recta, la distancia más corta entre dos puntos de la superficie de una esfera es un arco de círculo máximo (ortodrómica).
Un Paralelo y un Meridiano cualesquiera son perpendiculares, cortándose siempre con un ángulo de 90º.
Para hacer posible la determinación de la posición de todo punto de la superficie de la Tierra, se recurre a realizar la medición angular entre el plano meridiano que pasa por el punto con un plano meridiano de referencia, que por acuerdo es el que pasa por Greenwich (meridiano 0º), y de igual forma la separación del plano paralelo que pasa por el punto con el plano del Ecuador.

 La Longitud. Es la distancia que existe
 del meridiano de Greenwich a cualquier
 punto de la Tierra en el hemisferio Este
 u Oeste. Se mide de 0º a 180º.

La Latitud. Es la distancia que existe del
Ecuador  a cualquier punto de la Tierra
en el hemisferio norte o sur. Se mide de
0º a 90º .

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
6.2.2. Geodesia
La forma real de la Tierra es irregular y enormemente compleja. Si se desea determinar o etiquetar la situación de cualquier objeto se hace necesario utilizar un modelo de la forma de la Tierra. Como todo modelo, se trata de una simplificación del objeto real que va a ser útil para ser usado como base del establecimiento de un sistema de referencia espacial.
La primera cuestión que se plantea en geodesia es cuál es el mejor modelo de la Tierra, entendiendo como mejor el más simple y el más útil para los objetivos de la geodesia. Una vez que este modelo se defina, su superficie puede ser usada para medir las formas topográficas.
Las respuestas a la cuestión anterior se basan en dos conceptos:
geoide y elipsoide.
Geodesia: Es la ciencia que trata de la forma y dimensiones de la Tierra.
 
6.2.3. Topografía
Ciencia que estudia el conjunto de principios y procedimientos que tienen por objeto la representación gráfica de una parte de la superficie terrestre con sus formas y detalles, tanto naturales como artificiales. Cuando la extensión obliga a tener en cuenta la
 
curvatura de la Tierra, recurre al auxilio de la Geodesia y de la Cartografía. La representación gráfica se materializa en mapas:
§ Planimetría: Ciencia que estudia los métodos para representar el terreno en un plano a escala, prescindiendo del relieve
§ Altimetría: Ciencia que estudia los métodos para representar el relieve del terreno en un plano.
6.2.4. Cartografía
Es la ciencia que estudia los diferentes métodos y sistemas para representar sobre un plano una parte o la totalidad de la superficie terrestre, de modo que las deformaciones sean mínimas o que la representación cumpla condiciones especiales para su posterior utilización.
6.2.5. Sistema de Proyección
Es el método empleado para representar una extensión de terreno adaptándola a una superficie plana o desarrollable.
La Cartografía Militar Reglamentaria española actual está basada en el sistema UTM, aunque las hojas editadas siempre van acompañadas de la cuadrícula geográfica iniciada en negro, de minuto en minuto sexagesimal o de grado en grado sexagesimal, según la escala de representación.
 
6.2.6. Proyecciones Cartográficas
 
Es una correspondencia biunívoca entre los puntos de la superficie terrestre y los puntos de un plano llamado Plano de proyección. Puesto que cualquier punto de la esfera está definido por sus coordenadas geográficas (λ, φ) y cualquier punto del plano lo está por sus coordenadas cartesianas (X,Y), existirá una serie infinita de relaciones que liguen (λ, φ) con (X.Y). Cada una de estas infinitas relaciones será un sistema de proyección cartográfico.
 
6.3. Proyecciones en función de las deformaciones.
 
6.3.1. PROYECCIÓN CONFORME: La proyección conserva el ángulo entre dos puntos medidos en la superficie de referencia y en el mapa. Si no lo conserva se dice que la proyección tiene anamorfosis angular.
 
6.3.2. PROYECCIÓN EQUIDISTANTE: La proyección conserva las distancias; en todo el mapa no se cumple esta propiedad, pero debido a la escala, se puede considerar que las deformaciones son tan pequeñas que se admiten como tolerables. Si existe alguna línea o dirección que cumpla esta propiedad recibe el nombre de línea automecoica. Cuando la proyección no cumple esta propiedad tiene anamorfosis lineal.
 
 
 
 
 
CLASIFICACIÓN DE PROYECCIONES
PURAS
(Simple Proyección de la esfera o parte de ella)
POR DESARROLLO
Se proyecta la esfera sobre una superficie desarrollable que puede ser tangente o secante a la esfera
Cónicas
Cilíndricas
ACIMUTALES
 
ORTOGRÁFICAS
ESCENOGRÁFICAS
ESTEREOGRÁFICAS
GNÓMICAS
 
6.3.3. PROYECCIÓN EQUIVALENTE: Son las proyecciones que conservan las superficies. Cuando no lo cumplen tienen anamorfosis superficial.
 
6.3.4. PROYECCIÓN AFILÁCTICA: Son proyecciones que no conservan ninguna de las propiedades anteriores pero tienen valores tolerables para determinadas zonas.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6.4. Sistema UTM.
Este sistema considera la Tierra dividida en 60 husos de 6º de amplitud, numerados del 1 al 60 en sentido W-E a partir del antimeridiano de Greenwich.
El territorio nacional español abarca 5 husos:
§ La Comarca Lagunera está comprendida en los husos 23º y 26º N y entre los meridianos 103º y 105º W
El sistema UTM configura un sistema propio e independiente para cada huso, de forma que cada punto del terreno dentro de un huso tiene unas coordenadas genuinas que lo definen unívocamente.
El sistema atiende también al necesario solape entre husos contiguos, así como a la conversión de las coordenadas UTM de un punto de un huso a las del huso contiguo, a efectos de mediciones de distancias y superficies.
 
6.5. Sistemas de referencia.
6.5.1. Definición.
Se denomina SISTEMA DE REFERENCIA a un conjunto de parámetros cuyos valores, una vez definidos, permiten la referenciación precisa de localizaciones en el espacio.
A este conjunto de parámetros también se le suele llamar DATUM GEODÉSICO; el término aislado “datum” se refiere a un punto concreto, localizado sobre la superficie terrestre y que, determinado mediante observaciones astronómicas, sirve de origen al sistema de coordenadas que se utilice; este punto se denomina “punto fundamental” o “punto astronómico fundamental”.
Los sistemas de referencia geodésicos definen la forma y dimensión de la Tierra,
así como el origen y orientación de los sistemas de coordenadas.
 
6.5.2. WGS-84, WORLD GEODETIC SYSTEM 1984
El sistema de referencia WGS84 es un sistema global geocéntrico, definido por los parámetros:
  • Origen: Centro de masa de la Tierra
  • Sistemas de ejes coordenados:
           Eje Z: dirección del polo de referencia del IERS _ The International Earth             
           Rotation Service
           Eje X: intersección del meridiano origen definido en 1984 por el BIH y el      
           plano del Ecuador (incertidumbre de 0.005”).
           Eje Y: eje perpendicular a los dos anteriores y coincidentes en el origen.
  • Elipsoide WGS84: elipsoide de revolución definido por los parámetros:
           semieje mayor (a) = 6 378 137 m
           semieje menor (b) = 6 356 752 m
          
           Constante de Gravitación Terrestre:
           GM = (3986004.418 ± 0.008) x 108 m3 / s2
  • Velocidad angular: W= 7292115 . 10-11 rad/s
  • Coeficiente de forma dinámica: J2= -484,166 85 x 10-6
 
Practica.
Se desea encontrar las coordenadas extremas de la ESB-UJED. Utilizando un mapa topográfico de la zona (Carta Torreón o G13D25).
Encontrar el punto y datos geográficos de la Dirección de la ESB-UJED utilizando una regla de tres simple para su cálculo. Considerando que un minuto de la Longitud equivale a 34 mm. y un minuto de Latitud equivale a 37.5 mm.
 
Procedimiento.
Mediante una regla graduada, cheque la longitud en mm que mide un minuto de Latitud y un minuto de Longitud.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7. SISTEMA DE GEOPOSISIONAMIENTO GLOBAL.
(Sistema de navegación GPS).
 
7.1. Objetivo de la práctica.
El principal objetivo de esta práctica es conocer los fundamentos teóricos del GPS, su uso, sus posibles funciones en la vida cotidiana y aplicaciones en los estudios científicos de campo. Asimismo, también hemos aprendido a trabajar con los datos obtenidos en el receptor GPS en el programa informático Global Mapper 7.04, permitiéndonos visualizar sobre mapas los recorridos realizados.
7.2. Introducción al GPS.
El sistema Global de posicionamiento (GPS) es un sistema satelital basado en señales de radio emitidas por una constelación de 24 satélites activos. Los satélites están situados a 20.180 Km de altura desplazándose a una velocidad de 14.500 Km./h. Las órbitas son casi circulares y se repite el mismo recorrido sobre la superficie terrestre. De esta forma en prácticamente un día (menos 4 minutos) un satélite vuelve a pasar sobre el mismo punto de la tierra. Los satélites quedan situados sobre 6 planos orbitales (con un mínimo de 4 satélites cada uno), espaciados equidistantes a 60º e inclinados unos 15º respecto al plano ecuatorial. Esta disposición permite que desde cualquier punto de la superficie terrestre sean visibles entre cinco y ocho satélites Este sistema permite el cálculo de coordenadas tridimensionales que pueden ser usadas en navegación o, mediante el uso de métodos adecuados, para determinación de mediciones de precisión.
El GPS fue instaurado por el Departamento de Defensa de los Estados Unidos con el objetivo de obtener en tiempo real la posición de un punto en cualquier lugar de la tierra. Este sistema surgió debido a las limitaciones del sistema TRANSIT que en la década de los 70 proporcionaba posicionamiento usando métodos Doppler. La principal desventaja de este último era la no disponibilidad de satélites las 24 horas del día.
La segunda ventaja es que el GPS proporciona información precisa acerca de su posición, velocidad y tiempo en cualquier lugar del mundo y en cualquier condición climática.
7.3. Elementos del GPS.
El GPS tiene 3 porciones:
1. El segmento de espacio: formado por los satélites GPS que mandan señales de radio desde el espacio. Consiste en 24 satélites.
2. Segmento de control: consiste en las estaciones de la tierra que se cercioran de que los satélites estén funcionando correctamente.
 
 
3. Segmento de usuario: lo forman los receptores y la comunidad de usuarios. Los receptores convierten las señales recibidas de los satélites en posición, velocidad y tiempo estimados.
 
El servicio básico de GPS provee una exactitud de aproximadamente 100 metros un 95% del tiempo. Para lograr esto, cada uno de los 24 satélites emite una señal a los receptores en tierra. GPS determina la localización al computar la diferencia entre el tiempo en que una señal es enviada y el tiempo en que es recibida. Los satélites GPS llevan consigo relojes atómicos que proveen información precisa en cuanto al tiempo. La señal también contiene datos que permiten a los receptores saber la localización de los satélites. El receptor usa la diferencia en tiempo entre la recepción de la señal y su envío para computar la distancia entre el receptor y el satélite. El receptor debe tener en cuenta los retrasos por propagación o el retardo de la señal causada por la ionosfera y la troposfera.
ecuación fundamental que permite aun GPS averiguar nuestra posición es:
VELOCIDAD = DISTANCIA / TIEMPO (Kilómetros / hora)
De estos parámetros conocemos la velocidad y el tiempo. A partir de estos podemos conocer la distancia.
- Velocidad: 300.000 Km/segundo.
- Tiempo: es medido por el receptor.
_ ¿Qué trasmite el GPS?
En términos básicos, la transmisión del satélite GPS consiste en:
- Portadoras (las ondas encargadas de transportar la información).
- Códigos de distancia (ranging).
- Mensajes de navegación y/o efemérides transmitidas.
Los códigos ranging, permiten determinar el rango de distancia entre
el satélite y la antena del receptor. El mensaje de navegación contiene las efemérides predichas y correcciones del reloj del satélite controladas e inyectadas desde el segmento de monitoreo terrestre.
 
 
7.4. Práctica.
En esta práctica primero se marca un punto en el GPS con la tecla “Marck”. Después, tenemos que localizar el punto (Tecla Go To) ya memorizado en el receptor GPS (waypoint). Partiendo desde el Aula y siguiendo las indicaciones de dirección y distancia restante hasta el punto que nos indique nuestro receptor. Llegaremos hasta una localización situada en la fuente cercana a la sierra El Sarnoso. Sin embargo, es importante decir que el error aproximado es de 100 m. Después, se “marcarán” individuos de alguna especie en la sierra, para analizarla posteriormente en el programa Global Mapper. Para ello, marcamos los Waypoint de cada organismo encontrado. A continuación se guardan los puntos pulsando la opción Marck. Mediante el programa Global mapper se podrán visualizar y caracterizar las poblaciones de Waitpoint que registremos. Con una función que nos ofrece dicho programa calculamos el área, que abarca la distribución, las elevaciones y tipos de suelo. Los mapas de los waypoints vistos en prácticas y del recorrido que nosotros hicimos se incluyen al final.
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA
_ www7.nationalacademies.org/spanishbeyonddiscovery
_ http://personal.redestb.es/jatienza/gps/index.hmt
_ www.geocities.com/txmetsb/index.htm
_ www.nautigalia.com/gps
_ www.powerup.com.au/~oziexp_esp.html
_ www.artemediacompany.com/brujula/glosario/definicion/g/gps.hmtl
_ Apuntes de clase
 
 
 
 
 
 
8. Colecta y Conservación de los Insectos.
Para la colecta de insecto se han fabricados equipos, que son esenciales para la obtención de material entomológico.
Los Métodos de colecta están basados sobre una gran cantidad de técnicas que se han ido perfeccionando con el tiempo.
Materiales de colecta.
A.-Red entomológica, esta puede ser:
Red Aérea: esta es una red de un tamaño considerable, que puede ser de 1,50 hasta 6 mts. La cual es confeccionada de materiales livianos (Aluminio, alambres acerados y tul).
Red de Rastreo: Esta es más corta que la anterior la cual es recomendable desde 1.20 cms. La cual debe ser de un tul más grueso y de mejor calidad.
Red Acuática: se pueden utilizar las anteriores, pero las hay especiales.
 
b.-Paraguas: Es un instrumento esencial para la obtención de muestras. Este consiste en una tela (Blanca) cuadrada (También hay circulares), la cual es sostenida por dos varillas en cruz (Estas pueden ser de aluminio).
c.-Aspirador: Es un aparato que presta mucha utilidad, principalmente para insectos muy pequeños. Este esta formado por un tubo (Plástico o de vidrio) y dos mangueras (Pueden ser sondas), cuya función es succionar los insectos al interior de éste.
 
Dentro de los métodos de colecta podemos encontrar trampas como:
 
1.-Trampas Barber: Esta consiste en recipientes (vasos plásticos o tarros) enterrados a nivel del suelo.
2.-Embudo Berlese: Gran cantidad de insectos vive sobre la hojarasca, musgos, etc. Este consiste en un embudo con una recipiente para contener la materia vegetal separada por una rejilla metálica y en extremo del embudo un recipiente con alcohol.
Los insectos que se encuentra en la materia vegetal tienden a enterrarse deslizándose por el embudo al recipiente con alcohol. Para acelerar este proceso se recomienda en época de verano exponerlos a la luz solar, en caso contrario someterlos a luz artificial.
 
Trampas Barber
 
Embudo Berlese
 
3.-Trampa de luz: Es un buen método, ya que muchos insectos son atraídos por la luz durante la noche. Esta puede ser de 2 tipos; ya sea, instalando una ampolleta sobre un recipiente con alcohol, o empleando una tela blanca extendida en el suelo (también se puede colgar la tela entre dos arboles formando una especie de J) y en su centro una lámpara este tipo de trampa es una de las mas efectivas, es aconsejable utilizarla en noches cálidas y lugares despejados.
 
 
 
Trampas de Luz
 
4.-Trampa Malaise: Esta trampa está diseñada principalmente para capturar insectos voladores, la trampa en una especie de carpa que tiene en su parte mas alta se instala un recipiente con alcohol, la efectividad de esta trampa depende de su ubicación , conviene instalarla en lugares por donde circulen los insectos voladores.
Es una trampa poco utilizada, debido a su costo, la cual se puede fabricar de tubos y tul. Esta trampa da buenos resultados.
Todo entomólogo(a) o persona interesada en esta ciencia debe contar con un equipamiento básico de terreno, para la recolección del material. Por eso a continuación nombraremos_los_elementos_necesarios.
Éstos son:
Pinzas delgadas y gruesas.
  1. Frascos letales.
  2. Frascos con alcohol de diversos tamaños.
  3. Guantes para voltear piedras y buscar entre la vegetación.
  4. Sobres para mariposas.
  5. Caja para guardar mariposas.
  6. Cortaplumas.
  7. Cuchillo para remover cortezas y escarbar.
  8. Linternas.
  9. Libreta de apuntes.
  10. Frascos letales.
Generalmente las pinzas son usadas en la preparación del material, son muy útiles para manipular insectos delicados, con pelos o escamas ya que estos últimos tienden a sufrir daños al ser tomados con las manos.
Es conveniete poseer más de un tipo de pinzas algunas delgadas para el material más delicado y otras más gruesas para tomar el material firmemente.
En terreno son muy útiles para poder capturar insectos, para cuando no se tiene mucha confianza en tomarlos de forma directa, es importante prestar atención a estos utensilios cuando estamos en terreno ya que es bastante fácil perderlos.
 
Cuando colectamos insectos es necesario tener frascos letales para poder matarlos. Estos contienen diversos venenos.
A.-Frasco de cianuro: Consiste en un frasco de boca ancha (Se recomienda plástico), para poder introducir los insectos con facilidad. Éste está hecho de la siguiente manera: En la parte basal va contenido el cianuro de potasio en polvo, seguido de una capa de papel absorvente, a continuación una rodela de cartón seguida por una capa de yeso u otra capa de cartón. Para el uso de este tipo de frasco se necesita tener cierta experiencia, debido al grado de letalidad de éstos.
 
B.-Frasco con acetato de etilo: Este químico no es tan peligroso como el cianuro. Consiste en poner algodón en el fondo del frasco (de vidrio), seguido por una rodela de cartón, con pedazos de papel absorvente.
C.-Frasco con bencina blanca: Este es otro líquido que da buenos resultados. Se utiliza para aquellos insectos muy duros para morir (Curculionidae y Tenebrionidae). Los insectos se mantienen por algunos minutos, para luego guardarlos (Camas de algodón o sobres).

D.-Frasco con alcohol: Muchos insectos se pueden matar en este líquido, se recomienda alcohol al 75%. Se recomienda anotar los datos de colecta que son el lugar, fecha y colector. Así como también datos adicionales tales cómo: planta hospedera, altitud y coordenadas.
 
 
 
Conservación del material colectado
Después de cada colecta, si el material colectado no se monta de forma inmediata, éste se debe ordenar y guardar. Dependiendo del tipo de insecto, se deberá proceder a envarsarlo de una forma apropiada para su correcta conservación, esta es una labor que nos demandará bastante tiempo y no es conveniente realizarla de forma apresurada. En este item indicaremos las técnicas más comunes de conservación de insectos, una correcta preparación del material nos permitirá que éstos permanescan en excelente estado después de incluso pasado varios años.
Los materiales utilizados para realizar el envasado de los insectos son bastante fáciles de adquirir, en general se utiliza cartón forrado, papel celofán, corchetera, hojas de papel, etc.
De la misma forma si nuestra intención es intercambiar insectos, este se debe envasar y etiquetar de cierta manera para que el material no se estropee en los posibles viajes que realice para llegar a destino.
Para conservar el material colectado se usan una gran variedad de formas como son:
  1. Camas de algodón: Estas las hay de formas y tamaños variados y consisten en sobres de papel con algodón.
  2. Sobre para mariposas: Estos sobres son de forma triangular.
  3. Tubos de papel: Estos son de forma de caramelo.
Camas de algodón : Éstas las podemos elaborar de diversas formas y tamaños, las camas de algodón dan muy buenos resultados conservando los insectos colectados, su fabricación es bastante simple y consiste en recortar un cuadrado o rectángulo de cartón forrado u otro material parecido a éste, dándole el tamaño deseado (el tamaño dependerá del tipo y cantidad de insectos que queramos guardar), luego procedemos a cortar un pedazo de algodón el que colocaremos encima del trozo de cartón forrado, la pieza de algodón puede ser ligeramente más pequeña que el cartón forrado.
Con esto hecho, ya podemos colocar nuestros insectos sobre el algodón, los que cubriremos completamente con papel celofán para finalmente corchetar el papel celofán al cartón forrado.
De esta forma nuestro material estará perfertamente protegido. Es importante escribir los datos de los insectos colectados ya que los utilizaremos cuando los montemos, esto lo podemos hacer en el reverso del cartón, incluiremos datos como fecha, lugar de colecta , colector, etc.
Sobre para mariposas : Para este tipo de sobres ocuparemos papel mantequilla o algún tipo de papel acerado, esto ayudará a que a las alas de las mariposas no se le desprendan sus escamas.
La base para formar los sobres en cortar un rectángulo luego doblarlo de forma diagonal procurando se forme una línea cercana entre dos puntas y con el papel que sobresale se terminará de completar el sobre (fig: fabricación de sobres para mariposas).
 
 
 
PRACTICA. Biodiversidad y Actividad de Insectos.
Introducción.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9. COLECTA Y PRESERVACIÓN DE VEGETALES
Prof. Carlos Romero Zarco, Universidad de Sevilla
9.1. Introducción
La Taxonomía Vegetal es la parte de la Botánica que se encarga de la identificación, nomenclatura y clasificación de las plantas. Una de sus bases metodológicas es la técnica del herbario. Una de las exigencias del método científico es que las observaciones y los resultados de un investigador puedan ser repetidos y discutidos por otros. La conservación de las muestras vegetales en una institución es por tanto imprescindible para la validez y el progreso de dicha ciencia, que es la base sobre la que se asientan las restantes especialidades de la Botánica (fig. 1).
Sin embargo en su origen el herbario fue una solución técnica a un problema de tipo práctico: la necesidad de conocer bien las especies para su uso medicinal. Durante la Edad Media los médicos usaban, en lugar de los actuales "Vademecum", unos libros con ilustraciones de las plantas medicinales conocidas: los "Herbolarios" o "Herbarios", la mayoría de esas plantas fueron usadas en la Grecia clásica y muchas provenían de Oriente. Muchos médicos con inquietudes científicas se dieron cuenta de que a menudo las ilustraciones no reflejaban bien la realidad, bien porque representaban plantas diferentes a las que crecían en su patria, bien porque de tanto copiar las ilustraciones se habían alterado tando los carateres que ya no se correspondían con ninguna planta real. Es posible que algunos desecaran pequeños fragmentos de hojas o flores de las plantas que conocían dentro dichos libros, para añadir un dato más real y poder reconocer mejor la especie local que ellos usaban... Así pudo nacer la técnica del herbario, que al principio se llamó "hortus siccus".

 

La invención "oficial" del herbario se atribuye a un tal Luca Ghini (1490-1556), profesor de Botánica de la Universidad de Bolonia —sí, sí... la Botánica es más antigua que la Biología y se enseñaba entonces a los médicos— Su método consistía en desecar las plantas bajo presión dentro de un pliego de papel, permitiendo así la conservación de las muestras para su estudio posterior. Su método se difundió al resto de Europa y adquirió importancia durante los siglos XVII y XVIII, cuando los descubrimientos geográficos produjeron una avalancha de nuevas especies que era necesario estudiar.
 
 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

EJEMPLO DE UN ORGANISMO HERBORIZADO

 

 

Se crearon así los principales herbarios institucionales, asociados a jardines botánicos que gestionaban los recursos vegetales de las colonias.
En la actualidad existen centenares de grandes herbarios que atesoran un inmenso archivo vegetal que es el resultado y a la vez el testimonio científico de la investigación en Botánica. Se han realizado muchos progresos en los materiales, la conservación y la documentación de los herbarios, pero la técnica básica sigue siendo ese gesto tan sencillo de aquel profesor del s. XVI: introducir una flor entre dos hojas de papel.
9.2. Objetivos
La elaboración de un herbario de carácter local tiene los siguientes objetivos:
  1. Aprender la técnica básica del herbario.
  2. Aprender la metodología de la identificación de las plantas.
  3. Servir de colección de referencia para el estudio de la flora local.
  4. Contribuir al conocimiento de la distribución de las plantas dentro de una comarca, provincia y región dadas.
  5. Servir de testimonio sobre la presencia en determinadas zonas de ciertas especies de valor florístico o ecológico que puedan ser amenazadas por la actividad humana (recalificaciones de terrenos, roturaciones, actividades de extracción de áridos, repoblaciones inadecuadas, sobrepastoreo, etc...).
  6. Elaborar un catálogo de la flora local con información:
    • taxonómica (clasificación, nomenclatura),
    • biológica (biotipos),
    • corológica (distribución comarcal y área de distribución geográfica),
    • ecológica (hábitats y frecuencia),
    • fenológica (época de floración, fructificación, etc.) y
    • etnobotánica (nombre vulgares y usos populares)
    • legal (toxicidad, legislación, catalogación conservacionista)
  1. Iniciar una línea de investigación que trasciende de la actividad de un grupo concreto de personas hacia las generaciones futuras.
9.3. Materiales.
  1. Herramientas y materiales de campo
    1. Azadilla de mano o similar
    2. Guantes de jardinería
    3. Tijeras de podar pequeñas
    4. Navaja o machete
    5. Bolsas de plástico de varios tamaños
    6. Cinta métrica (10 m)
    7. Lupa de mano o cuentahilos
    8. Cuaderno de tapa dura (cuaderno de campo)
    9. Lápices, bolígrafos y etiquetas de papel
    10. Prensa de mano (o de campo) construída mediante dos tablas de contrachapado o dos parrillas de listones de pino; medidas aproximadas: 46 x 29 cm y 5-10 mm de grosor. Se atan mediante dos correas
  2. Instrumentos de laboratorio
    1. Lupa binocular (microscopio estereoscópico), mínimo de 20 aumentos.
    2. Arcón congelador (-18º). En caso necesario sirve un buen frigorífico con congelador.
    3. Pinzas de punta fina (de las que usan los relojeros).
    4. Aguja enmangada.
    5. Lanceta afilada o escalpelo.
    6. Prensa pesada o de laboratorio (de tornillos) contruída con dos tablones macizos de pino de 60 x 35 x 4 cm, unidos por dos espárragos roscados de 60 cm y 15 mm de diámetro, provistos de grandes palometas de 30-40 cm.
1.    Bibliografía recomendada para las provincias de Cádiz, Córdoba, Huelva y Sevilla
    1. Para biólogos y estudiantes experimentados: B. Valdés & al. (eds., 1987) Flora Vascular de Andalucía Occidental. Ketres Editores S.A., Barcelona (fig. 2)
a.    Para novatos: C. Romero Zarco & J. Roales (2001) Flodhis 2001: Flora Didáctica Hispalense, Universidad de Sevilla, en CD-Rom y en Internet:
a.    Para trabajos de investigación es imprescindible consultar Flora Iberica (S. Castroviejo & al., 1989-2002).
Fig. 2.- Páginas de la Flora Vascular de Andalucía Occidental (Valdés & al., 1987)
Fig. 3.- Portada del CD-Rom "Flodhis 2001" (C.Romero & J. Roales)
1.    Mapas (algunos no se pueden adquirir sueltos o están agotados):
    1. Cartografía escala 1: 50.000. Ejemplo: hoja g13d25 "TORREÓN"
    2. Mapa geológico de E. 1: 50.000. INEGI (1988).
    3. Mapa de suelos. Ejemplos: misma clave
    4. Mapa de cultivos y aprovechamientos E. 1: 50.000.
    5. Mapas de vegetación: igual que las anteriores
  1. Papel y medios de montaje
    1. Pliegos de papel de periódico tamaño estándar
    2. Hojas de papel secante (tipo estraza o similar), que no contenga grasa
    3. Pliegos de papel blanco o de tonos claros de 45 x 29 cm (medidas una vez doblado)
    4. Cartulinas o papel grueso de tonos claros de 44 x 28
    5. Etiquetas normales o autoadhesivas 13 x 9 cm o tamaño parecido
    6. Cinta adhesiva de tela o esparadrapo
    7. Pegamento blanco
  2. Productos químicos:
La mayoría de los productos que se utilizan en la conservación de un herbario son tóxicos y no son recomendables para un herbario de carácter local. Los insecticidas a base de piretrinas de uso doméstico son los únicos recomendados para eliminar posibles plagas y siempre siguiendo las recomendaciones del fabricante. Los productos fungicidas son tóxicos y caros, por lo que es mejor utilizar medios físicos y preventivos: el control de la humedad es el más barato y eficaz. Se consigue controlando que la desecación de las plantas sea rápida y completa. Se pueden utilizar bolsitas de gel de sílice que se introducen en las cajas o armarios y que se reutilizan secándolas periódicamente en una estufa.
1.    Material de oficina y mobiliario:
    1. Ordenador personal con procesador de texto y programa de manejo de bases de datos
    2. Impresora
    3. Una mesa de trabajo amplia
    4. Armario metálico con puertas opacas de cierre hermético y baldas interiores. Hay que prever la posibilidad de adquirir otros iguales cuando el herbario crezca.
    5. Cajas de cartón de las medidas adecuadas para almacenar los pliegos del herbario y optimizar el espacio de los armarios
    6. Cinta adhesiva de embalar para preparar paquetes de plantas
    7. Papel de embalaje resistente (color cuero)
9.4. Métodos básicos.
9.4.1. Información previa
A) Antecedentes
Es importante buscar y recopilar la información previa existente sobre la flora local, en primer lugar tomando como referencia principal la flora regional si existe, por ejemplo "Flora Vascular de Andalucía Occidental" que se menciona en el apartado III.3. Otras fuentes a investigar son las tesis doctorales y artículos publicados en revistas especializadas. Por ejemplo, para las sierras subbéticas sevillanas existe una tesis dosctoral leída en la Universidad de Sevilla por el prof. Emilio Ruiz de Clavijo cuyos resultados están publicados. Véase:
·         E. Ruiz de Clavijo, B. Cabezudo & E. Domínguez (1984) Contribución al estudio florístico de las serranías subbéticas de la provincia de Sevilla. Acta Botanica Malacitana 9: 169-231. Universidad de Málaga.
·         Así como numerosos artículos sobre la flora andaluza publicados principalmente en las revistas Lagascalia (Univ. de Sevilla) y Acta Botanica Malacitana (Univ. de Málaga)
B) Factores geográficos
C) Legislación
Es muy importante conocer la legislación vigente sobre recolección de especies de flora silvestre y los catálogos de especies amenazadas. Para Andalucía se debe consultar la Ley 8/2003 de 28 de Octubre de la flora y la fauna silvestres (BOJA de 12 de Noviembre) y el LIbro Rojo de la Flora Silvestre Amenazada de Andalucía, tomos 1 y 2 (G. Blanca & al., 1999-2000). Además hay que tener en cuenta que en los espacios naturales protegidos no se pueden recolectar muestras sin permiso administrativo previo.
 
 
9.4.2. Recolección
Las salidas al campo para realizar la recolección deben de distribuirse a los largo de todo el año, con una frecuencia mayor en los períodos de máxima floración. Para un área de muestreo que se pueda recorrer en un solo día, puede servir de referencia el siguiente plan de trabajo:
  • Desde final del invierno (aquí 3ª semana de Febrero) hasta principio del verano (1ª semana de Julio aprox.) se debería recolectar dos o tres veces al mes.
  • El resto del año es suficiente con una salida mensual
Siempre que sea posible se recolectarán las plantas en flor y con fruto, volviendo si fuera necesario al mismo lugar donde se recogió en flor para recolectar la planta con fruto.
Las plantas herbáceas de tamaño pequeño o mediano (hasta unos 60 cm), se arrancan a mano o se desenraízan con ayuda de la azada y se recolectan enteras.
De las plantas herbáceas de mayor tamaño y de las leñosas se desgaja o se corta una rama con flores y/o frutos. Si fuera necesario se toma otra rama con hojas. En el caso de plantas con hojas basales (generalmente grandes), se desprende una de dichas hojas para prepararla en pliego aparte.
Las plantas con bulbos o tubérculos se deben recolectar lo menos posible, para no dañar las poblaciones. Cuando estos órganos son pequeños (2-3 cm) se pueden cortar en rodajas verticales para su prensado. Cuando son grandes es mejor dejarlos "in situ". Se excava al pie y se extrae la planta completa con el órgano perdurante. Luego se anotan las características del bulbo o tubérculo (tipo, tamaño, posibles coberturas de hojas especiales, etc). A continuación se separa la parte aérea y se vuelve a enterrar el órgano subterráneo.
En todos los casos anteriores es conveniente recolectar más de una muestra para suplir posibles pérdidas o para obtener duplicados. También es conveniente, sobre todo al principio, recolectar en una bolsita un ramillete de flores para poderlas diseccionar en el laboratorio, manteniendo intactas las del pliego para el herbario.
Hay que poner atención a las praderitas de pequeñas herbáceas que crecen en terrenos arenosos húmedos que se secan pronto, así como a las plantas acuáticas, que a veces no florecen o tienen flores casi invisibles.
Las plantas recolectadas en un mismo lugar se introducen en la misma bolsa de plástico, con una etiqueta escrita a lápiz donde se anota la fecha y el lugar. Las plantas más pequeñas o delicadas pueden guardarse dentro de un bolsa más pequeña para que no se pierdan entre las grandes.
 
 
9.4.3. Documentación
En cada punto de muestreo se anotará en el cuaderno de campo (fig. 4) la siguiente información:
  • Fecha.
  • Localidad, con datos de mayor a menor:
    • Provincia: término municipal, topónimo referenciado en el mapa (río, carretera y Km, poblado, cerro, sierra, etc.).
  • Datos edáficos y ecológicos
    • tipo de roca o de suelo,
    • vegetación o tipo de cultivo,
    • biotopo concreto (ej.: camino, cuneta, borde de charca, taludes, paredes rocosas, tejados, etc.), en el caso de que sea el mismo para todas las plantas de ese lugar.
  • Altitud sobre el nivel del mar (la forma barata es consultando el mapa 1:50.000 ó 1:25.000, la forma cara con un altímetro calibrado o un GPS).
  • Coordenadas UTM (mínimo con una precisión de 10 km, pero es mejor de 1 Km).
  • Nombre de los recolectores
Estos datos servirán para etiquetar todas las plantas de la misma bolsa.
Para cada especie que se recolecte en el mismo lugar se harán las siguientes anotaciones:
  • Número de recolección, siguiendo un orden correlativo para cada año, empezando por el número 1/04, etc... Si luego al sacarlas de la bolsa aparece otra especie que no habíamos anotado, o si en un ramillete iban dos mezcladas, se le asigna a una de ellas el n/04b, n/04c, etc.
  • Identificación provisional de campo. Por ejemplo la familia o el género que nos parece, o un nombre vulgar o simplemente un mmote del tipo "hierba de flores rositas nº 1". En caso de duda es mejor repetir una especie que perderla, por tanto si dos plantas nos parecen cosas distintas... al saco con las dos.
  • Biotopo (en caso de que sea diferente del anotado arriba)
  • Caracteres que no se podrán ver después en el pliego:
    • Tamaño y aspecto de la planta entera (si se cojió sólo un trozo)
    • Hábito (si es rastrera, trepadora, bulbosa, etc.)
    • Abundancia en el lugar
    • Color de las flores
    • Estado fenológico (si tiene hojas para las plantas de hoja caduca, estado de la floración, fructificación, etc.)
    • Datos de uso y nombres vulgares obtenidos de la gente del lugar
9.4.4. Prensado y desecación
Cuando la salida al campo es de corta duración (por ejemplo una mañana), pueden prepararse las plantas por la tarde en el laboratorio, o guardar las bolsas anudadas en un frigorífico (a unos 8 º C) para preparar las plantas al día siguiente con la prensa pesada (fig. 5). Cuando la excursión dura un día completo o si el clima es muy adverso (demasiado calor), se preferible hacer una paradita en un lugar adecuado y preparar las plantas con la prensa de mano.
En ambos casos cada planta se coloca en un pliego de papel de periódico en cuya esquina inferior derecha se habrá anotado previamente el número de recolección. Se despliega la planta de forma que queden sus partes bien visibles (en especial las flores o frutos), eliminando las partes que sobresalgan o que abulten demasiado.
Luego se coloca el pliego sobre una almohadilla secante (varios pliegos de papel de estraza grapados) y se tapa con otra, a la vez que se ejerce cierta presión con las manos para acomodar la planta. Habrá que tener especial cuidado con las plantas espinosas, que conviene someter a "tratamiento" previo aplastándola entre dos almohadillas o dos tablas en el suelo, mejor con ayuda de los pies que de las manos. Los bulbos, tubérculos y frutos voluminosos, en caso de que sea necesaria su recolección, se guardan aparte para secarlos en estufa o al sol.
Las plantas acuáticas se preparan siguiedo la misma técnica que para el prensado de las algas. Véase el apartado "Conservación de las algas" en la página "Prácticas de Biología Marina":
Fig. 4.- Cuadreno de campo
Fig. 5.- Prensa de tornillos
Cuando tengamos el paquete formado por pliegos y almohadillas se mete en la prensa y se aprieta. No es conveniente ejercer una presión excesiva al principio, sólo la necesaria. En horas y días sucesivos se aumentará la presión a medida que las plantas pierdan agua y volumen.
Al día siguiente hay que cambiar todas las almohadillas secantes por otras secas, dejando cada planta dentro de su pliego de campo. Lo mismo se repetirá diariamente al menos durante tres o cuatro días seguidos. Luego se puede cambiar cada dos días y empezar a extraer los pliegos que estén secos. Éstos se reunen en paquetes sin apretar y se ponen al sol (sin que le dé el sol directamente a las plantas) para que acaben de secarse. Cuando en la misma prensa se preparan plantas delicadas junto con otras más robustas, espinosas o suculentas, conviene separarlas mediante un panel de madera intermedio, para que la humedad, las espinas o los bultos de éstas últimas, no alteren la desecación de las primeras.
La conservación de los colores de las flores mejora mucho si se plancha cada pliego (sin usar el vapor) por encima de la almohadilla secante. Esto se puede hacer a partir del segundo día de prensado. Luego se vuelve a meter en la prensa.
9.4.5. Descontaminación y conservación
El método recomendado para colecciones particulares y herbarios locales es la congelación a -18 º C durante tres días del material una vez bien seco y envuelto en bolsas de plástico precintadas. Las colecciones ya existentes en el herbario se someterán a descontaminaciones periódicas a ser posible todos los años. Cada tres días se saca un paquete y se mete el siguiente, conservando el mismo orden. Hay que tener en cuenta que el material seco y congelado es muy frágil y que hay que evitar a toda costa la humedad. Si el tiempo es muy húmedo es mejor esperar a otro momento.
Muchas plantas traen ya dentro las larvas que podrían destruirlas mientras se secan o incluso después. El método descrito garantiza la destrucción de todos los insectos. Las bolas de naftalina pueden ser útiles para mantener alejados a los insectos. Los más peligrosos son varios géneros de escarabajitos voladores ("coquitos") cuyas larvas destruyen las plantas secas, y también los "pececillos de plata" (Lepisma saccharina) y las cucarachas, que se comen el papel y la cola. Para evitar los hongos lo más aconsejable es desecar las plantas muy bien antes de guardarlas y preservar los armarios de la humedad. Por ejemplo calentando la habitación en períodos húmedos o poniendo bolsitas de gel se sílice en las cajas (estas bolsitas hay que secarlas periódicamente). Es importante, para evitar contaminaciones, el no trabajar con plantas frecas o sin descontaminar en la misma habitación donde se guarda el herbario.
9.4.6. Etiquetado
 
Con los datos de la libreta de campo se elaboran las etiquetas para cada planta. Una forma sencilla es hacer el número suficiente de etiquetas iguales para todas las plantas de una misma colección, y luego añadir a mano los datos concretos de cada ejemplar. Otra solución es hacer las etiquetas a partir de una base de datos cuando esté el material identificado. En cualquier caso puede servir el siguiente formato:
 
HERBARIO DEL IES "Castillo de Cotes", Montellano
 
Diplotaxis catholica (L.) DC.                              Fam. Crucíferas
 
Fl. amarillas.
Vulgo: "jaramago"; se usa como alimento de aves canoras
 
SEVILLA: Montellano, casco urbano, junto al Polideportivo
Herbazales ruderales; suelo arcilloso; 210 m.s.m. TF7097
 
11.II.2004
Leg.: C. Romero & al.
Det.: C. Romero                                                                 0001/04
Cuando se tiene la certeza de que el etiquetado se va a retrasar por falta de tiempo o por cumulación de trabajo, es conveniente hacer etiquetas provisionales a mano, en previsión de una pérdida de datos que arruinaría el valor de los pliegos.
9.4.7. Montaje[ii]
El montaje consiste en fijar el ejemplar o ejemplares en un soporte definitivo junto con su etiqueta. Hay diversos métodos. El más sencillo consiste en fijar las plantas mediante tiritas de adhesivo de tela (esparadrapo o similar), sobre una cartulina o papel grueso definitivo.
En primer lugar se pega la etiqueta en el ángulo inferior derecho del pliego (fig. 7) Luego se dispone la planta (o las plantas) en una posición lo más natural posible (fig. y se sujetan por aquellas partes que no importe tapar, nunca por la base de las hojas o tocando las flores, salvo que éstas sean muy grandes, sino por el centro de los entrenudos, pedicelos y pedúnculos (fig. 9).
Fig. 6.- Pegado de papel fino sobre el borde trasero izquierdo de la cartulina
Fig. 7.- Pegado de la etiqueta
Cuando las plantas son muy pequeñas se montan una o dos y el resto se mete en un sobre de papel, que se fijará con cola cerca del centro de la cartulina. Las partes que se hayan desprendido o se puedan desprender, como flores sueltas, hojas o semillas, se meten también en un sobre de papel que se pegará preferentemente cerca del ángulo superior derecho del pliego.
Fig. 8.- Colocación de las plantas sobre la cartulina definitiva
Fig. 9.- Fijación de las plantas mediante tiritas adhesivas
El ejemplar así montado se guarda en un pliego doble de papel fino (camisa), en cuyo borde inferior se anotará a lápiz la familia y la especie. Otra posibilidad es pegar sobre el borde de la cartulina una hoja de papel fino y translúcido (fig. 6).
9.4.8. Almacenamiento y ordenación
Los pliegos deben resguardarse del polvo, de la humedad, de la luz directa y de los insectos. Es conveniente guardarlos en cajas de cartón que cierren bien. Éstas a su vez se colocan en una armario metálico de cierre hermético. Los pliegos de especies de un mismo género se introducen en una camisa (pliegos de papel o cartulina algo más grandes y con solapa) con el nombre del género y de la familia. Si son muchos se abre otra camisa.
Hay tres criterios básicos para clasificar y ordenar el material de un herbario:
·         Taxonómico: según su clasificación biológica; permite comparar especies y géneros próximos para identificar un ejemplar nuevo.
·         Geográfico: por su procedencia; es un criterio importante en herbarios de ámbito geográfico mundial.
·         Alfabético, que permite un acceso rápido.
Para un herbario de tipo personal o local recomiendo:
1.    Criterio taxonómico para ordenar los pliegos en especies, género, familias y clases o grandes grupos (Helechos, Gimnospermas, Monocotiledóneas y Dicotiledóneas, en ese orden).
1.    Criterio alfabético para ordenar las familias dentro de cada clase, los géneros dentro de cada familia, y las especies dentro de cada género.
9.4.9. Bases de datos
Para un herbario personal o local es suficiente con una base de datos sencilla, de un solo fichero, que contenga un registro por cada ejemplar del herbario (por cada número de recolección), aunque el resto de la información de la etiqueta sea algo repetitiva. Los datos etnobotánicos (nombre vulgar, usos etc., es mejor incluirlos en otra base de datos en la que habrá un solo registro por cada especie, o bien incluir un campo con referencias a documentos de texto. Para herbarios más grandes es mejor un sistema de varias bases de datos relacionadas mediante campos de código (fichero de taxones, fichero de localidades, etc.), lo que hace más lenta la consulta y recuperación de datos. Un ejemplo de estructura de base de datos sería la siguiente:
 
Nombre del campo
Tamaño
Contenido (ejemplo)
Familia
20 caracteres
Cruciferae
Género
20 caracteres
Diplotaxis
Especie
35 caracteres
catholica (L.) DC.
Infraespecie
35 caracteres
[var. o subsp. fulanita, si acaso]
Observaciones
35 caracteres
flores amarillas
Provincia
7 caracteres
SEVILLA
Localidad
50 caracteres
Montellano, casco urbano, junto al Polideportivo
Hábitat
35 caracteres
Herbazales nitrófilos
Altitud
4 cifras, sin decimales
210
UTM
6 caracteres
TF7097
Fecha
De tipo fecha
11.02.2004
Legit (recolectores)
30 caracteres
C. Romero
Determinavit
15 caracteres
C. Romero
Núm
8 caracteres
0001/04
Total
309 bytes aprox.
 
 
 
9.5. Uso del herbario
Los usos de un herbario local pueden resumirse así:
1.    Como depositario o testimonio del material de trabajos de campo o de laboratorio.
1.    Para identificar plantas por comparación.
1.    Para la consulta de investigadores (personalmente o mediante préstamo del material).
1.    Para realizar intercambios de material (duplicados) con otros herbarios.
1.    Para obtener datos para trabajos monográficos sobre las plantas: catálogos, especies útiles (medicinales, aromáticas, comestibles, etc.), etnobotánica (usos, nombres vulgares, curiosidades).
1.    Para obtener informes sobre la presencia en la localidad de determinadas especies, por ejemplo especies raras, vulnerables o en peligro de extinción. Esto es muy importante en los informes de impacto ambiental.
1.    Para completar el conocimiento de la flora comarcal, provincial, etc., publicando o comunicando en congresos las novedades que hubiera.
1.    Para realizar exposiciones periódicas temáticas del tipo:
·         "Flores de la Sierra"
·         "Las flores del mal" (plantas venenosas)
·         "La despensa verde" (plantas comestibles)
·         "Flora melitófila" (para la miel)
·         "La vegetación mediterránea" (especies leñosas)
·         "Endemismos béticos y bético-rifeños y su protección"
·         "Curiosidades de las plantas de... " (plantas parásitas, golosinas naturales, semillas curiosas, orquídeas, etc.)
·         "Las plantas y el arte" (comparación de dibujos al carbón o a plumilla con los modelos naturales)
·         "Las plantas y la fotografía"
·         "Flora mitológica" (exposición de especies con su correspondiente mitología en la tradición greco-latina: mitología clásica greco-romana, bíblica, etc.)
·         "Malas hierbas y buenos agricultores: especies invasoras y su manejo en agricultura ecológica"
Con frecuencia estas actividades escapan del ámbito exclusivo de la Biología y la Botánica y requieren la colaboración de otras materias: Geografía, Historia, Artes plásticas (dibujo, fotografía), Medicina (Farmacología), Gastronomía, Agronomía, Ecología/Ecologismo, Educación Física... Política (¿por qué no?).
Todos estos usos pueden realizarse también en colaboración con otros herbarios de la comarca o con entidades públicas (Delegaciones de Medio Ambiente, Parques Naturales, etc.) o privadas (asociaciones culturales o ecologistas, cooperativas agrícolas).
 
© Carlos Romero Zarco, Universidad de Sevilla – 11 de Febrero de 2004
Últimos cambios: 15 de Julio de 2004
[1] Obra de referencia para los alumnos de "Técnicas experimentales en Botánica"
[1] Los herbarios para la asignatura "Técnicas experimentales en Botánica" no deben montarse, sólo se puede cambiar los pliegos de campo por otros limpios y se deben pegar las etiquetas para que no se extravíen, pero sólo por una esquina, para que puedan desprenderse con facilidad en caso necesario.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Práctica de Herborización
Herborización
I. Introducción.
El botánico debe tener habilidades para colectar, prensar, preservar, secar, montar sus muestras, recabar información y analizar los datos para lograr la adecuada identificación de la especie, estas etapas son complementarias que en conjunto es denominado herborización.
El nombre del organismo es la clave para todo lo que tenga que decirse o escribirse sobre la
especie a la que pertenece.
Ser taxónomo implica el conocimiento anatómico y morfológico de los diversos órganos vegetales, a su vez las herramientas de un taxónomo son los especimenes del herbario, el microscopio, y literatura botánica. Algunas veces se requiere la consulta de un especialista del grupo en referencia, con quien hay que realizar envíos.
Un herbario es una colección científica de plantas herborizadas, generalmente referida a plantas superiores o con flores (angiospermas y gimnospermas), también puede comprender al grupo de los helechos (pteridófitas), así como musgos (briofítas) y hongos e incluso algas (excepto los organismos microscópicos, que como colecciones suelen depositarse con otro sistema).
Algunos herbarios poseen otros tipos de colecciones, como frutos, semillas (carpotecas) y fotografías, o muestras de madera (xilotecas), incluso otros tienen incorporados jardines botánicos, su actividad es importante generando publicaciones periódicas científicas. Muchos herbarios, poseen también acuerdos de intercambio de ejemplares con otras instituciones, este hecho enriquece notablemente a cada colección. Los herbarios como otras colecciones de organismos, juegan un papel importante como puntos de consulta y referencia científica.
II. Objetivos
- Reconocer las fases de la herborización.
- Instruir al alumno de forma correcta en el registro de datos botánicos de campo.
- Instruir al alumno en la colección, prensado, preservado, secado, identificación y montaje de muestras botánicas.
III. Materiales y equipos
3.1.Para colecta
- Subidores
- Cinturón de seguridad
- Tijera telescópica
- Tijera de podar de mano
- Cinta maskintipe de tela de ½ pulgada
- Cinta de embalaje de 2 pulg.
- Plumón indeleble
- Machete o puñal
- Cinta métrica de 5 m
- Bolsa de polietileno de 50 Kg
- GPS
- Cuaderno de campo
- Lapicero
- Lupa
- Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 2
3.2. Para prensado
- Periódico
- Prensa de madera
- Cuerda o cinturón para prensa.
- Cartón corrugado
- Lámina de aluminio corrugado.
3.3. Para preservado
- Alcohol de 90° + agua.
- Solución FAA = Formol, alcohol de 90°, ácido acético glacial (método alternativo).
- Aguardiente (método alternativo).
3.4. Para secado
- Estufa secadora
- Cocina eléctrica
- Cocina a gas.
- Secador con focos 50 watts.
3.5. Para identificación
Como herramientas para la identificación de especímenes botánicos pueden ser citados las siguientes herramientas:
- Bibliografía especializada como Font, 1985; Gentry, 1996; Maas, Westra & Farjon, 1998; Parrota, Francis & De Almedia, 1995; Pennington, Reynel & Daza, 2004; Ribeiro, et al. 1999. Rios, 1982; Vásquez, 1997; entre otras publicaciones.
- Muestras de herbario.
- Curadores de herbario.
- Microscopio
- Estuches de disección.
3.6. Para montaje
- Cartulina dúplex
- Silicona y pistola (alternativo)
- Hilo & aguja de coser (ideal)
- Etiqueta
- Sobre
IV. Procedimiento.
4.1. Colección.
Las muestras deben ser fértiles, es decir deben estar constituido por órganos vegetativos (ramilletes con hojas) y órganos reproductivos (flores y/o frutos), si la especie es cauliflora se debe colectar con parte de corteza.
.
Si se trata de árboles o arbustos se debe seccionar una rama terminal o lateral que represente sus características, en plantas con polimorfismo, en adición a la colección de las ramas se debe colectar partes basales de la planta (una sección de tallo con dos o tres hojas es suficiente) esto permitirá verificar si las hojas son diferentes a las de la parte superior (heterofilia) o si tienen otra disposición o si sus medidas son diferentes.
Si se trata de plantas pequeñas como muchas herbáceas, si fuera posible se colecta la planta completa también se debe considerar la partes subterráneas, cuando son muy pequeños hay Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 3 que elegir varios especimenes con la finalidad de llenar la cartulina de montaje. El espécimen colectado no debe exceder las dimensiones de la cartulina de montaje.
 
Para las Criptógamas (plantas sin flores): si se trata de helechos (las muestras deben poseer
frondas esporíferas u hojas con soros y una parte del rizoma), si se trata de líquenes (las
muestras deben tener apotecios), si se trata de musgos y hepáticas (las muestras deben tener
esporangios). Las algas deben ser completas y rápidamente adheridas a la cartulina de
montaje original, si se trata de hongos deben ser colectadas en forma completa, pero por lo
general se consideran en herbarios separados: Ficotecas y Micotecas.
4.1.2. Técnicas y datos de campo.
Se toman tres (03) muestras de la misma planta para asegurar una buena colección, el
número de muestras puede variar según lo requiera la investigación, una quedará para el
herbario o proyecto en el cual Ud. trabaja y las restantes servirán para canje o intercambio,
donaciones, o para determinaciones taxonómicas por especialistas y convenios con otras
instituciones similares. Los ejemplares son codificados con el número de colección
correlativo o con un número correlativo temporal, según sea el caso, luego las muestras son
depositadas de forma horizontal en una bolsa de polietileno o saco para continuar con la
colección del día.
Los datos de campo son anotados en un cuaderno y para cada taxón es colocado el mismo número que se anotó en el periódico, luego se toma nota de las características que no se aprecian cuando la muestra está seca, en el cuaderno de campo debe ir la siguiente información:
4.1.2.1. Ubicación
a. Política
Debe describirse de manera exacta la ubicación política del lugar de colección, por ejemplo:
Perú. Región Loreto. Provincia de Maynas. Distrito de San Juan. Localidad de Puerto Almendras. Jardín Botánico Arboretum el Huayo. Facultad de Ciencias Forestales. Universidad Nacional de la Amazonía Peruana. Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo
Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 4
b. Geográfica
Debe indicarse las coordenadas geográficas del lugar de colección, puede ser en coordenadas sexagesimales o en UTM.
3° 49’ 55.70” S / 73° 22’ 26.02” W
4.1.2.2. Características de la planta
a. Para todas las plantas
- Familia y/o género si es posible reconocerla en el campo.
- Nombre común.
- Habito (árbol, liana, arbusto, hierba, helechos arborescentes) o formas de vida
intermedias (parásita, hemiparásita, epífita, hemiepífita, sufrútice, trepador, reptante,
escandente, voluble).
- Altura m.
- Olor y sabor: clasificada en fuerte, agradable, dulce, fétido, picante o similares a
productos de uso corriente. Diferenciar el sabor de la plantas puede resultar peligroso si
la planta es tóxica, motivo por el cual no se detalla en esta publicación.
- Textura de la hoja: papirácea, cartácea y coriácea.
- Flor: color del pétalo, del sépalo, y de las partes distinguibles.
- Fruto: color del epicarpio, del mesocarpio y del endocarpio.
b. Cuando es árbol
- Dap cm.
- Forma del fuste
- Tipo de base del fuste
- Tipo de ritidoma
- Tipo de exudado
c. Cuando es palmera
- Habito: caulescente (cespitosos o
solitarios) o acaule.
- Textura del tallo: armado o inerme.
- Distancia de entrenudos.
- Longitud de vainas
- Inserción de la vaina en el tallo:
amplexicaule o no.
- Tipo de hoja: palmada o pennada.
- Longitud de hoja.
- N° de pinnas por lado cuando es
pennada.
- N° de segmentos cuando es simple.
- N° y longitud de raquillas
- Longitud de raquis.
- Número de hojas por indivíduo.
Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 5
d. Helechos
- Longitud de fronda.
- Longitud de pinnas.
- Color, forma y disposición de soros.
e. Heliconias
- Longitud y diámetro del pseudotallo (agrupación de peciolos).
- Tipo y color de indumento: pubescencia y pulverulencia.
- Color de la savia.
- Largo y ancho de la lámina.
- Longitud del pecíolo.
- Forma del márgen del pecíolo en el punto de unión con el pseudotallo.
- Forma de inflorescencia: erecta, semipéndula o péndula.
- N° de cabezuelas.
- Tipos de cabezuelas: compactas o distantes.
- Color de brácteas florales externa e internas
f. Bromelias
- Longitud de hojas.
- Tipo de hojas: equitantes, arrosetadas.
- Tipo de bordes: entera o dentada.
- Longitud de la inflorescencia.
- Tipo de indumento
4.1.2.3. Otros datos importantes
- Fecha de colección
- Altitud
- Hábitat: bosques primarios, secundarios, de tierra firme, de zona inundable (várzea, igapó).
- Número de muestras
- Tipo de suelo: diferenciando en arcilloso, arenoso, arenoso-arcilloso, con gravilla o cantos rodados, rocoso (calcáreas, sedimentarias, graníticas intrusivas, basálticas, etc.), drenado.
- Equipo de trabajo
Los datos en el cuaderno de campo deben seguir la siguiente estructura:
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Los datos en el cuaderno de campo deben seguir la siguiente estructura:
4.2. Prensado
Por lo general cuando se prensan plantas que superan el tamaño estandar del periódico, se requiere muchos periódicos para prensar las partes de un solo ejemplar, por ejemplo con Euterpe precatoria “huasaí” la hoja completa supera 1 m de largo, en este caso se disecta la hoja en cuatro (4) partes, la parte basal del peciolo (1/4), la parte basal de la lamina foliar (2/4), la parte media de la lámina foliar (3/4) y la parte apical de la lámina foliar (4/4), estos en conjunto forman un ejemplar de la especie colectada, a cada ejemplar se asigna una letra o número diferente para distinguirla de los demás ejemplares de la misma especie.
4.2.1. Número de colección
El número de colección del colector, son colocados a las muestras de varias formas, Rodríguez et al. 2002, cita los siguientes métodos:
4.2.1.1. Método americano
Empleando un plumón indeleble o lápiz se escribe el número del colector en la parte inferior derecha de la parte externa del periódico, en los 3 ejemplares de la misma muestra, es el método más utilizado actualmente.
4.2.1.2. Método argentino
Esta basado en la elaboración pre-campo de etiquetas colgantes perforadas de 3 x 5 cm, empleando hilo pavilo se amarra al tallo de cada una de las 3 muestras.
4.2.1.3. Método europeo
En las partes vegetativas de la planta colectada se coloca una pequeña etiqueta que consigna el nombre (s) y número de colector, presenta una ranura para su incrustación.
4.2.2. Técnicas
Existe mucha diversidad en la morfología de las plantas, en este sentido se debe tener consideraciones especiales para el prensado de las muestras
4.2.2.1. Especies carnosas o bulbosas
Con el propósito de diferenciar la morfología interna y externa se realizan cortes transversales y longitudinales delgados de la rama principal, las flores y los frutos, raíces tuberosas, tubérculos, etc., esta técnica a su vez permite facilitar el secado.
4.2.2.2. Araceae
Existen Aráceas pequeñas y grandes, en cuanto a las pequeñas la colección será completa si se adjunta muchos individuos de la misma muestra y si sobrepasa el tamaño de la cartulina de montaje efectuar un doblez; en el caso de las grandes disectarlas teniendo especial consideración con el tallo, pecíolo, lámina foliar, pedúnculo, éspata y espádice. Si las las hojas son grandes deben ser seccionadas considerando sus simetría, es decir eliminando un lado justo antes del nervio medio y las partes que exceden el períodico realizar los dobleces
necesarios.
4.2.2.3. Palmeras
Para realizar un buen prensado de palmeras se disectará longitudinalmente una parte del tallo y peciolo. En las especie con hojas palmadas como Mauritia flexuosa “aguaje” se realiza un corte longitudinal-perpendicular en la mitad de la lámina foliar, en el caso de especies con hojas pennadas como Bactris gasipaes “pijuayo” se colecta la parte basal, central y terminal de la hoja, se corta las pinnas de un lado, menos el segmento apica; cuando las semillas son grandes y duras es necesario partirlas por la mitad.
4.2.2.4. Helechos
Se prensa una parte basal y media de la fronda seccionados lateralmente, una parte apical entera, también se prensan partes del peciolo cortadas longitudinalmente, se debe sumar a una parte del rizoma.
4.2.2.5. Heliconias
Cuando la hoja es grande se prensa al igual que el helecho; en el caso de ser muy anchas remover la mitad sin afectar la nervadura media o principal. Se secciona transversalmente en partes la inflorescencia.
4.2.2.6. Bromeliáceas
Para las bromelias grandes se tomará una hoja completa, el dobles de esta muestra puede variar en forma de V, W, L, M, N y Z; las inflorescencias grandes son seccionadas en partes longitudinales basale, medio y apical.
4.2.2.7. Plantas con hojas compuestas
En plantas con hojas compuestas como el huayruro y cedro, se incluye la hoja y una parte del tallo, esto permite distinguir si la especie presenta hoja opuesta o alterna. En el caso de especies con hojas compuestas del tipo palmadas se eliminan algunos foliolos dejando foliolos pequeños, medianos y grandes; en el caso de especies con hojas bipinnadas y en consideración a su simetría bilateral se eliminan algunas partes de tal manera que los cortes no afecten a la forma general de la hoja.
4.2.2.8.9. Plantas acuáticas
Se recomienda colectarlas dentro de periódico mojados y luego enrrollados, una vez en el campamento la planta se introduce en agua para estirar o lograr una buena extensión de todas sus partes, luego se prensa en el periódico. Cuando se ha hecho una pila tamaño considerable hacen paquetes amarradas con hilo pabilo, dejando una abertura en su parte superior con las muestras visibles.
4.3. Preservado
Una vez formado el paquete de muestras estas se depositan en una bolsa de polietileno, adhiriendo preservante de manera uniforme a todas las muestras, que permitirá que las muestras colectadas no sufran defoliación y ataques de hongos o algún agente que provoque el deterioro de las muestras. Según Trigoso, 1982 las soluciones pueden ser:
 
4.3.1. Para evitar defoliación
Se emplea la solución FA:
- Formol 40 % 25 %
- Alcohol etílico (70° – 95°) 25 %
- Agua 50 %
4.3.2. Para evitar ataque de hongos
Se emplea la solución FAA:
- Formol 40 % 10 %
- Alcohol etílico (70° – 90°) 50 %
- Agua 35 %
- Ácido acético glacial 5 %
Aunque actualmente muchos investigadores solo emplean una combinación 1:1 de agua y alcohol, posteriormente se sella la bolsa con cinta de embalaje. Rodríguez, Rojas & Vasquez, 2002 indican que el porcentaje de alcohol depende de la estructura de las plantas, las plantas suculentas necesitan una mayor concentración que las plantas con hoja.
-cartáceas.
Emplear este método provoca una decoloración de las muestras, sin embargo en algunos taxa puede ayudar en la identificación de familia, por ejemplo en algunas especies de Icacinaceas las muestras secan de color violeta oscuro, este método de preservación resulta ideal si se realizan expediciones de mucha duración dónde no se tiene estufa de secado cerca.
Las flores son preservadas en frascos de vidrio con una solución de alcohol al 50 % con unas gotas de glicerina. Si el sacado de las muestras es el mismo día de la colección se seca directamente sin preservar o se rocía la muestra con una solución de formol al 10%, provocando la muerte inmediata de los tejidos de la planta evitando el desprendimiento de sus partes.
4.4. Secado
Ya en el herbario se procede a secar las muestras considerando la fecha de preservación, las muestra se colocan una por una entre cartón secante y aluminio corrugado a manera de un “sanwicht” (Figura 2), estos materiales permiten un mejor secado de las muestras, el cartón secante absorbe la humedad y el aluminio corrugado permite la circulación de aire caliente. Cuando se tiene una pila de considerable tamaño se emplea una prensa de madera a ambos lados de la pila sujetada con dos cinturones o cuerda para mantener la presión durante el tiempo de secado.
 
 
 
 
 
 
 
 
Existen diferentes formas de secar muestra botánicas, la selección del tipo adecuado va a depender la velocidad de secado requerida y la disposición económica de la institución por asumir el costo del tipo de secador. Los secadores de plantas por lo general son:
- Estufa secadora con temperatura controlada.
- Cocina eléctrica
- Cocina a gas.
- Secador con focos 50 watts.
- Resistencias lineales
Por lo general los secadores son cajas armables (60 cm de ancho x 1 m de alto x 2 m de largo) construidos a base de madera o láminas de cemento, complementadas con fuentes de calor como cocinas a gas o eléctricas, resistencias lineales, o una cantidad considerable de focos de 50 watts. Generalmente la temperatura varía entre 60°C y 70 °C, es necesario cambiar la posición de secado ya que algunas muestras secas más rápido que otras, el tiempo requerido empleando cocina eléctrica es de 24 horas para muestras con hojas cartáceas, la textura crocante de las hojas indican que la muestra está en su punto óptimo de secado, se puede proceder a separar las muestras. Algunos investigadores prefieren exponer las muestras a la radiación solar en una superficie plana de aluminio presionada con algún elemento plano para evitar que las muestras se arruguen por el efecto del calor, la desventaja de este método es que las muestras se secan en mayor tiempo y al finalizar cada día se debe cambiar el periódico ya que estas absorben la humedad de la planta.
4.5. Determinación
Para asignar el nombre científico correcto a la planta colectada se recurre a claves de identificación indicadas en bibliografía especializada como floras o flórulas, estas predeterminaciones son comparadas con las escicatas de herbario, o enviadas a especialistas de grupos para confirmar la identificación. El conocimiento de terminología botánica es indispensable para el empleo de claves de identificación.
La identificación de palmeras a partir de material pobre o fragmentado y con datos incompletos es por lo general imposible.
4.6. Montaje
Las muestras determinadas se montan en cartulina especial “foldcote” de 42 x 28 cm, las cartulinas deben estar membretadas con el nombre del herbario al que pertenece la colección. Las muestras son cosidas con hilo, pegadas con silicona, cola o papel engomado en la cartulina, en el caso de muestras pequeñas se pegaran o coserán uniformemente sobre la cartulina. Las muestras con hojas e inflorescencias grandes o aquellas de plantas caulifloras son montadas en una sola lámina.
Al margen inferior derecho de la cartulina debe ir la etiqueta de 10 x 15 cm (Figura 4) dónde está indicada la información que se registró en el campo, y al margen inferior izquierdo debe ir un sobre blanco dónde se guarda el material desprendido durante las fases previas del montaje o posteriormente cuando la muestra es usada. Algunos herbarios poseen muestras botánicas repatriadas que consiste en fotos de muestras botánicas colectadas por instituciones extranjeras pero que no se encuentran en ningún herbario nacional.
Si las muestras fueron determinadas erróneamente, los especialistas de familias pueden asignar el nombre correcto al escicata, para esto emplean boletas personalizadas en donde indican el nombre taxonómico correcto, su nombre, la institución para la que trabajan y la fecha de la determinación.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
V. Resultados
- Graficar equipos de colección.
- Graficar muestras prensadas en periódico (colectadas en prácticas).
- Indicar técnicas de preservado de hojas, flores y frutos (realizar búsqueda de información).
- Elaborar etiquetas de cada muestra colectada.
VI. Bibliografía
- Font, Q. P. Diccionario de Botánica. 2 da ed. Ed. Peninsula. Barcelona, España. 1244 p.
- Gentry, A. 1996. A Field Guide to the Families and Genera of Woody Plants of Nortwest South America (Colombia, Ecuador, Peru) with supplementary notes on herbaceous taxa. The University of Chicago Press & Conservación Internacional. Chicago, USA. 895 p.
- Maas, P.J.M.; Westra, L.Y.Th. & Farjon, A. 1998. Familias de Plantas Neotropicales: Una Guía Concisa a las Familias de Plantas Vasculares en la Región Neotropical. Organization for Flora Neotropica. Alemania. 315 p.
- Parrota, J. A.; Francis, J. K. & De Almedia R. R. 1995. Trees of the Tapajós: A Photographic Field Guide. United Status Department of Agriculture. Fortest Service. 370 p.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10. ANÁLISIS DE LA COMUNIDAD.
 
Área Mínima y el Método del Cuadrado.
 
 10.1. Introducción.
 
Todo el estudio cuantitativo de una comunidad tiene por objeto obtener datos utiles para su comprensión y caracterización. Puesto que la única forma de estudiar las comunidades vegetales es a través de muestras adecuadas, es necesario que el muestreo nos proporciones la mayor cantidad de información útil y verídica. Para que una muestra sea representativa de una comunidad, debe obtenerse de tal forma que sus valores estadísticos sean buenos estimadores de los parámetros de la población estadística de la cual fue tomada.
Para las comunidades, se acostumbra obtener el área mínima de muestreo antes de de realizar cualquier estudio ecológico. El área mínima de la comunidad se define como el área mas pequeña que representa adecuadamente la composición de especies de la comunidad.
 
El tamaño del área mínima depende de la comunidad que se estudie y varía entre amplios límites.
Para comunidades vegetales de climas templados se han propuesto los siguientes valores empíricos (Mûller-Dombois y Elleberg, 1974):
 
Bosque (estrato arbóreo)          de               200 a 500 m2
Bosque (estrato herbáceo)        de               50 a 200 m2
Pastizal seco                             de                30 a 100 m2
Matorral                                     de                10 a 25   m2
Comunidades de musgo           de                 1 a 4      m2
Comunidades de líquenes        de                 0.1 a 1 m2
El método más usual para determinar el área mínima en el campo es el de los puntos anidados.
En este se recomienda considerar inicialmente una pequeña área, poe ejemplo, 0.5 x 0.5 m (0.25 m2) y contar todas la especies presentes. El área se duplica sucesivamente y se anotan las especies adicionales que se encuentran en cada duplicación (Fig. 1). Una vez hecho esto, se construye una gráfica del número de especies-área (Fig. 2).
El área mínima es el área muestral en la cual la curva se hace casi horizontal; como la anterior no es una definición exacta, es aconsejable escoger un área un poco mayor como tamaño adecuado de la comunidad muestral o cuadrado.
Idealmente, el área mínima debe establecerse para la comunidad tipo (por ejemplo Bosque de coníferas) y no solamente y no solamente para una comunidad miembro del tipo (por ejemplo: bosque de Pinus de encasa, Pue.) esto significa que el área mínima debe de determinarse en varias comunidades similares.
 

Figura 1

Figura 2.

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Una vez determinada el área mínima de la comunidad, pueden efectuarse los estudios ecológicos conducentes a la caracterización de la comunidad bajo estudio.
Existen dos escuelas ecológicas en cuanto a la forma de colectar los datos de campo. Una de ellas, denominada semicuantitativa o Braun-Blanketiana, que surgió en Europa Central, estima los parámetros comunitarios de acuerdo a una escala arbitraria de números ascendentes. La otra tendencia (Escuela Americana) trata de asignar un valor preciso y dimensional a cada uno de los parámetros cuantitativos de la comunidad.
Uno de los métodos más utilizados por la escuela cuantitativa es el denominado Método del cuadrado, que permite determinar con presición la densidad, la cobertura y frecuencia de las especies dentro de la comunidad y, con base en estos datos, destacar la importancia relativa de cada una de ellas.
El método del cuadrado no necesita de áreas en forma cuadrada o cuadrangular, sino que pueden emplearse áreas con otras formas geométricas que delimiten una superficie constante y conocida (rectángulos, círculos, etc.).
El plano circular se utiliza preferentemente para terrenos planos con Vegetación más bien escasa. El plano cuadrado se usa también para terrenos planos pero con vegetación más abundante, y el rectangular en lugares donde se presentan gradientes ambientales bien definidos. La colocación y número de los cuadrados con que se va a muestrear puede hacerse de forma sistemática o bien al azar.
Los parámetros que pueden determinarse mediante un muestreo por el método del cuadrado son, principalmente:
a) Densidad. Número de individuos de una especie por unidad de área o volumen.
b) Densidad relativa. Densidad de una especie referida a la densidad de todas las especies del área.
c) Frecuencia. Número de muestras en la que se encuentra una especie
d) Frecuencia relativa. Es la frecuencia de una especie referida a la frecuencia total de todas las especies.
e) Dominancia. Es la cobertura de todos los individuos de una especie, medida en unidades de superficie.
f) Dominancia relativa. Es la dominancia de una especie referida a la dominancia total de todas las especies.
El valor de importancia de cada especie se obtiene sumando sus valores relativos de densidad, frecuencia y dominancia y nos proporciona información de la influencia de dicha especie dentro de la comunidad; varia de entre 0 y 300.
 
 
10.2. Material.
4 estacas
1 cinta métrica 50 m
1 cinta métrica de sastre
1 cuerda o hilo grueso
1 libreta de campo
1 lapiz
10.3. Procedimiento
Utilizando el método de los cuadrados anidados, determine el área mínima de la comunidad bajo estudio, ayudándose para esto, de las cintas métricas y de la cuerda. Utilice sus datos para llenar la tabla de trabajo 1 (se sugiere empezar con un área de 2 m2).
Después de determinar el área mínima, utilice ésta como unidad de muestreo, delimitándola por medio de las estacas y de la cuerda. Proceda a determinar el área basal o diámetros principales de la copa y la especie a la cual pertenece cada uno de los individuos de la muestra. Anote sus datos en la tabla de trabajo 2.
10.4. Análisis de resultados
Obtenga para cada especie, utilizando los datos de todo el grupo, los valores de densidad, dominancia y frecuencia absolutas y relativas, asi como el valor de importancia. Acomode sus datos en la tabla de trabajo 3.
10.5. Cuestionario.
    1. Compare las áreas mínimas que se obtendrían en una selva baja perennifolia y en un bosque de confieras.
    2. ¿Cómo afecta al área mínima la heterogeneidad de una comunidad?
    3. Con base en la gráfica especie-área obtenida, ¿cuál considera que es el número total de especies de la comunidad?
    4. Relacione el concepto de valor de importancia con la amplitud de nicho ecológico de una especie
    5. ¿Qué problemas presenta el concepto de densidad en las comunidades vegetales?
10.6. Bibliografía.
Franco-López et al. 1989. Manual de ecología. Análisis de la comunidad II. Área mínima y método del cuadrado para comunidades vegetales. Ed. Trillas. P. 93-100
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

     

  1. VALOR DE IMPORTANCIA EN PLANTAS.
 
Introducción.
Una de las formas de caracterizar una comunidad vegetal es mediante la estimación del valor de importancia de cada una de las especies presentes. Este proporciona información sobre la influencia de cada especie dentro de la misma comunidad. Se obtiene a partir de la determinación precisa de la densidad, la cobertura y la frecuencia de cada especie. Bajo un muestreo estricto y representativo usando el método de cuadrantes. No se requiere que el área a muestrear sea cuadrada, sino que tan solo este bien delimitada. El criterio de la forma del área a muestrear depende del tipo e vegetación, estrato y objetivos del estudio etc. La colocación de las áreas de muestreo puede ser sistemáticamente o al azar.
Los parámetros que deben determinarse para la estimación del valor de importancia son los siguientes:
 
a)    Densidad. Numero de individuos de una especie por unidad de área o volumen.
 
b)    Densidad relativa. Densidad de una especie referida a la densidad de todas las especies del área.
 
c)    Frecuencia. Numero de muestras en las que se encuentra una especie.
 
d)    Frecuencia relativa. Frecuencia de una especie referida a la frecuencia total de todas las especies.
 
e)    Dominancia. Cobertura de todos los individuos de una especie, medida en unidades de superficie.
 
f)     Dominancia relativa. Dominancia de una especie referida a la dominancia de todas las especies.
 
 
 
Densidad =                 Densidad relativa de una especie X numero total de individuos
                                                           100
 
 
Densidad relativa =    Numero de individuos e una especie X 100
                                               Numero total de individuos.
 
Dominancia =                         Densidad de una especie X promedio de dominancia de la especie.
 
Dominancia relativa =            Dominancia de una especie X 100
                                   Dominancia total para todas las especies
 
Frecuencia =            Numero de puntos es que aparece una especie
                                   Frecuencia total de las especies
 
Frecuencia relativa =             Frecuencia de una especie X 100
                                   Frecuencia total de todas las especies
 
Valor de importancia =           Densidad relativa + Dominancia relativa + Frecuencia relativa
 
 
El valor de importancia estimado para cada especie podrá asumir una cifra entre 0 y 300. Los valores de importancia de todas las especies sumandos serán de 300.
 
Objetivos.
ü Calcular un índice ecológico que permita jerarquizar la importancia de cada especie en la comunidad.
ü Aprender a sacar el mayor provecho de los datos obtenidos en prácticas precedentes.
Material.
ü Mecahilo o rafia.
ü Marcador.
ü Cinta métrica.
ü Lápiz.
ü Calculadora.
ü Libreta de campo.
 
 
 
 
 
Metodología.
ü Antes de realizar el muestreo es necesario determinar el área mínima de muestreo.
ü En el registro de datos se obtendrán datos de cobertura (número de intersecciones por especie), para determinar la dominancia de frecuencia (numero de cuadrados en que aparece cada especie) y densidad (número de individuos por unidad de área)
ü El registro de datos y especies puede hacerse en la forma adjunta lo cual facilitara los cálculos.
 
Resultados.

 

CUADRANTE # 1
Acacia gregii                       2 individuos.
Celtis pallida                       4 individuos.
 
 
CUADRANTE # 2
Celtis pallida                       1 individuo.
Prosopis glandulosa          1 individuo.
Opuntia leptocaulis            5 individuos.
Opuntia rastrera                  1 individuo.
 
 
CUADRANTE # 3
Acacia gregii                       1 individuo.
Celtis pallida                       1 individuo.
Opuntia imbricata               2 individuos.
Opuntia leptocaulis            1 individuo.
 
CUADRANTE # 4
Opuntia leptocaulis            6 individuos.
Opuntia rastrera                  3 individuos.
Acacia gregii                       7 individuos.
Florencia ilicifolia               2 individuos.
Yucca elata                          1 individuo.
Opuntia imbricata               2 individuos.
Prosopis glandulosa          1 individuo.
 
 
CUADRANTE # 5.
Opuntia rastrera                  4 individuos.
Opuntia leptocaulis            3 individuos.
Acacia gregii                       5 individuos.
Celtis pallida                       5 individuos.
Prosopis glandulosa          2 individuos.
Bigiera eslolonova             1 individuo.

 

 
 
LOCALIZACIÒN DEL AREA DE ESTUDIO.          25º   25` 56.75`` N     Y         103º 35` 18.18``W
 
DISPOSICIÒN DE CUADRANTES (ÁREA MÍNIMA).
TOTAL = 400 mts 2
 

 

Localidad           Sierra del Sarnoso                      Sistema de uso de la tierra        agostadero                   .                                           
Transecto                    Cuadro                                             Tamaño del área mínima              4oomts2                     .    
Fecha                        10 – Septiembre - 2005                             Otra información                                                             .
Especie
Numero de
individuos
Densidad
Densidad
relativa
Dominancia
Dominancia
relativa
Frecuencia
Frecuencia
relativa
Valor de
importancia
Acacia gregii
15
15
24.59
45
33.43
.8
17.39
75.41
Celtis pallida
11
11
18.03
24.2
18
.8
17.39
53.42
Prosopis glandulosa
4
4
6.56
3.2
2.38
.6
13.04
21.98
Opuntia leptocaulis
15
15
24.59
45
33.43
.8
17.39
75.41
Opuntia rastrera
8
8
13.11
12.8
9.51
.6
13.04
35.66
Opuntia imbricata
4
4
6.56
3.2
2.38
.4
8.70
17.64
Florencia ilicifolia
2
2
3.28
.8
.59
.2
4.35
8.22
Yucca elata
1
1
1.64
.2
.15
.2
4.35
6.14
Bigiera eslolonova
1
1
1.64
.2
.15
.2
4.35
6.14
 
Conclusiones.
¦ El mayor peso ecológico de las especies semidesérticas presentes en la Sierra del Sarnoso, se concentra en dos especies Acacia gregii y Opuntia leptocaulis.
 
¦ Por lo tanto estas dos especies mencionadas son las que tienen un valor de importancia mucho mayor a las demás especies encontradas en el área a estudiar.
 
¦ Esto como consecuencia al tipo de bioma al que están sujetas estas dos especies, ya que solo pueden vivir en este tipo de ecosistemas.
 
¦ El tipo de vegetación que corresponde a esta área es matorral micrófilo.
 
¦ Ambos objetivos planteados al inicio de la práctica fueron alcanzados satisfactoriamente por todo el grupo de quinto semestre.
 
Literatura citada.
¦ Manual de prácticas de Biología de Campo.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12. Índices de diversidad por Gregory S. Gilbert
Introducción
La gran riqueza biológica de los bosques tropicales ha atraído mucha atención entre ecólogos y biólogos mundiales. Muchas preguntas fundamentales de la ecología de comunidades involucran investigaciones acerca de los mecanismos desarrollados para el mantenimiento de diversidades bajas o altas en varios hábitats. Además, algunas decisiones relacionadas con la conservación de áreas naturales, muchas veces dependen de medidas de diversidad. No obstante, hay una gran variedad de índices de diversidad y mucho desacuerdo sobre la mejor manera de medir diversidad. A continuación se presentan varios métodos sencillos y comunes para medir la diversidad de comunidades biológicas.
Riqueza
Una de las medidas más comunes y fáciles de determinar es la riqueza de especies en una comunidad. La riqueza es el número de especies presente en la comunidad. La riqueza de una comunidad frecuentemente contiene suficiente información sobre la diversidad de las comunidades bajo estudio para evaluar hipótesis interesantes. La riqueza no incluye información sobre la abundancia relativa de especies en una comunidad.
Una manera informativa para mostrar la diversidad de una comunidad y para evaluar si el diseño del muestreo es suficiente para incluir la mayoría de especies en una comunidad, es producir un gráfico de especies-área o especies-individuos. Por ejemplo, si quisiéramos ver cuántos tipos de árboles viven en un bosque viejo vs. un bosque joven en la sierra El Sarnoso, podemos establecer 10 parcelas de 5m x 5m en los dos tipos de vegetación y apuntar cuáles especies de árboles se encuentran en cada parcela (Tabla 1).
En cada tipo de vegetación independientemente, se puede contar el número acumulativo de especies diferentes con la adición de cada parcela nueva (Figura 1). De esta manera podemos ver que (1) la riqueza de un tipo es más alta que la del valle y (2) que hemos colectado la mayoría de las especies que vamos a encontrar en el valle (la curva es casi plana) pero en casi todas las parcelas en el cerro encontramos más especies nuevas. Cuando las parcelas de las dos comunidades tienen números muy diferentes de individuos, es útil hacer los gráficos con especies acumulativas por número de individuos acumulativo, en lugar de número de parcelas. Si quisieras comparar dos o más comunidades, es muy importante tener igualdad de esfuerzo de muestreo (la misma área, el mismo número de árboles, etc.) en las comunidades.
El uso de la riqueza de especies como medida de diversidad es (1) fácil de determinar y (2) intuitiva. No obstante, es (3) sensitiva a diferencias en el tamaño de la muestra, (4) no contiene información de abundancia relativa de las especies y (5) difícil de comparar estadísticamente.
 
Abundancia relativa
Hay mucha información sobre la estructura de una comunidad biológica en la abundancia relativa de especies. Para mostrar estos datos gráficamente, es necesario determinar el número de especies por categoría de individuos, obteniendo así varias abundancias dentro de la comunidad. Por ejemplo, en las comunidades de la Tabla 1, había dos especies con dos individuos en el bosque viejo, pero este caso nunca ocurrió en el bosque joven. El número de especies con 1, 2, 3, ... 53 individuos está resumido en la Tabla 2. En este caso, y frecuentemente en hábitats de alta diversidad, la mayoría de las categorías van a tener 0 ó 1 individuo, una situación difícil de interpretar gráfica o analíticamente. Es útil agrupar las categorías de frecuencias en escalas logarítmicas que dependerán de los datos que tengamos (log2: 2,4,8,16,32,64...; log10: 1,10,100,1000, 10000...) . En nuestro ejemplo, podemos decir que el bosque viejo tiende a tener más especies escasas (1-4 individuos) que el bosque joven.
Esta estructura contribuye a la alta diversidad (y a las dificultades en conocer todas las
especies) en el bosque viejo comparado con el bosque joven (Figura 1).
 
 
 
 
 
 
 
El uso de gráficos para el análisis de frecuencias relativas es (1) muy fácil de hacer, (2) conserva la mayoría de la información colectada y (3) es muy útil en el análisis sujetivo de la estructura de las comunidades. La comparación cuantitativa entre las curvas para dos comunidades es posible con una computadora, usando la prueba Kolmogorov-Smirnoff.
Indice de diversidad Shannon-Wiener
El índice de diversidad más común en la literatura es el de Shannon-Wiener (H') (a veces este índice se llama Shannon-Weaver, por errores históricos). Este índice pretende integrar toda la información de frecuencias relativas de las especies en un solo número, llamado H'. H' usualmente cae entre 1.5 y 3.5 y casi nunca sobrepasa 4.5; un índice alto indica alta diversidad. La fórmula para el índice es H' = - Spi lnpi, donde pi es la proporción del número total de individuos representado por una especie i.. Frecuentamente usado junto con H' es un índice de equidad (E) de las especies (donde la equidad máxima ocurre cuando todas las especies tienen el mismo número de individuos). Como la diversidad máxima occure cuando todas las especies son igualmente abundantes, el Hmax = lnS (donde S = el número de especies en el sistema). Podemos calcular la equidad como una proporción de equidad máxima
 
 
 
Para calcular los índices H' y E, ayuda organizar los datos en una tabla como la Tabla 3 (datos de la Tabla 1, bosque viejo). Aplicando las fórmulas a los datos en la Tabla 3, vemos que según estos cálculos, la diversidad de árboles en el bosque viejo (H' = 2.052 ± 0.004) es significativamente mayor que la del bosque joven (H' = 1.437 ± 0.005) (t = 6.48, g.l. = 309, P = .01). La equidad del bosque viejo es un poquito más alta (E = 0.856) que en el bosque joven (E = 0.738) (comparación subjetiva), lo que significa que el bosque viejo no está tan dominado por una o dos especies de árboles como el bosque joven.
 
 
 
 
 
Estos índices tienen tres limitaciones principales: (1) suponen que todas las especies del sistema están incluídas en el muestreo, (2) hay una reducción grande en la cantidad de información llevada en el índice comparado con los datos originales y (3) es sensible a variación en el tamaño de la muestra. Como ventajas, podemos mencionar que (1) es un índice comunmente usado y (2) es apropriado para pruebas estadísticas entre comunidades.
 
Otros índices
Hay muchos más índices y análisis disponibles en la literatura. Todos tienen aspectos positivos y negativos. Un libro muy bueno sobre el tema es Magurran, Anne E. 1988. Ecological Diversity and Its Measurement. Princeton University Press, Princeton, New Jersey. 179 pp. (ISBN 0-691-08491-2).
 
 
 
13. ¿Cómo se miden los patrones de dispersión? Por Kyle E. Harms
¿Qué son los patrones de dispersión?
Los patrones de dispersión son las diferentes maneras en que los individuos de una población pueden estar distribuidos en el espacio y/o relacionados el uno con el otro. Por ejemplo, uno podría preguntar:
•¿Cuál es el patrón de dispersión de árboles en una plantación?
•¿Cuál es el patrón de dispersión de árboles caídos dentro de una parcela?
•¿Cuál es el patrón de dispersión de árboles de tallos de la palma Elais oleifera?
Las respuestas a estas preguntas serían de la siguiente forma:
•Los árboles de una plantación están regularmente distribuídos.
•Los árboles caídos están distribuídos al azar.
•Las palmas están agrupadas en áreas de suelos mojados.
Se pueden ver que existe una secuencia contínua desde un patrón de dispersión regular o un patrón en que todos los individuos están en grupos - hasta el extremo en que todos los
individuos están situados en el mismo punto en el espacio (Fig. 1).
 
 
¿Cómo se miden estos patrones?
Un método muy sencillo para medir patrones de dispersión es colectar datos sobre el número de individuos que caen u ocurren dentro de parcelas o cuadrantes. Es importante 71
tomar datos de suficiente cuadrantes (pero eso es un tema sobre el cual no voy a escribir aquí). Una vez obtenidos estos datos, se toma el promedio y la varianza del número de individuos por parcela o cuadrante. El promedio dividido por la varianza resulta en la proporción varianzapromedio ("variance-to-mean ratio"). Esta proporción puede tomar valores entre cero e infinito. U valor de cero coresponde a un patrón de dispersión completamente regular (Fig. 1- A). Un valor de uno coresponde a un patrón completamente al azar (Fig. 1-B). Un valor entre cero y uno coresponde a un patrón entre regular y al azar - relativamente más cerca de un patrón regular mientras más se acerca a cero. Finalmente, un valor mayor que uno significa que el patrón es agrupado - relativamente más agrupado a medida que el valor es mayor (Fig. 1- C).
 
Se puede usar esta proporción así o se puede usar para calcular un índice. Esto, entonces, es un ejemplo de un índice de dipersión (ID) y tiene la fórmula:
 
donde n = el número de parcelas o cuadrantes usados. ID tiene una distribución estadística parecida a la del Chi-cuadrado (c2). Entonces, sólo hay que comparar el valor de ID con el valor de c2. Si ID no es significativamente diferente que el c2, los individuos de la población están distribuído al azar; si tiene un valor significativamente menor los individuos están distribuídos regularmente y si tiene un valor mayor, están agrupados.
¿Hay alternativas?
Hay varios métodos para estimar patrones de dispersión. La proporción varianza-promedio es muy facil y rápida de usar. Desafortunadamente, no es perfecta. Los otros métodos consisten en determinar los valores de parámetros de modelos que describen distribuciones estadísticas. La comparación de parámetros se puede utilizar para determinar si el grado de aleatoriedad del patrón de dispersión de una población es parecido o no al de otra población.
La última posibilidad que menciono es obtener los datos de los vecinos más cercanos a cada individuo. Por ejemplo, uno podría usar la información de un mapa que tiene las coordenadas "x" y "y" de cada individuo de la población. Esta información se puede usar para calcular el promedio de las distancias entre todos los vecinos más cercanos (usamos "robs" para este promedio observado). Es posible también obtener la distancia del vecino más cercano, sin un mapa, de una muestra de los individuos de la población Simplemente hay que buscar el vecino más cercano y medir esta distancia para cada individuo de la muestra. Cuando ya tiene el promedio de las distancias y la densidad de la población ("d"), si los individuos están distribuídos al azar, el valor esperado sería:
 
Si el promedio observado de la distancia, "robs" es menos que el esperado, "resp", con la formula, tiene una población con individuos agrupados. Si el valor del "robs" es mayor que el esperado, "resp", tiene una población con individuos regularmente distribuídos.
¿Qué es lo más importante que debemos recordar al describir patrones de dispersión?
¡La escala! El tamaño de la parcela o del cuadrante que usamos para colectar datos y de la porción del mapa sobre el cual colectamos datos, determina la escala en que podemos hablar del patrón de dispersión de los individuos de la población. Por ejemplo, en una escala continental las especies que conocemos se encuentran agrupadas - no hay ninguna especie que exista naturalmente en cada continente; entonces, están agrupadas todas en la escala más grande.
En una escala dada, los individuos de una población pueden estar al azar o regularmente dispersos, pero en una escala más grande pueden estar agrupados (Fig. 2). Vean que en la Figura 2 la población está dividida en 2 grupos. Si usamos una escala relativamente pequeña y colectamos información solamente en el noroeste del área, vamos a decir que tenemos un patrón al azar para esa área. Si usamos la misma escala solamente en el sureste, vamos a encontrar un patrón regular. Y, si usamos una escala mayor que cubre todo el mapa, vamos a concluir que tenemos una población que tiene individuos espacialmente agrupados.
 
 
Un ejemplo usando los datos de la Figura 2.
Para el ejemplo voy a utilizar la proporción varianza-promedio para describir los
patrones de dispersión.
1) Usando cuadrantes del tamaño 2, sólo en el noroeste. Los datos de los 16 cuadrantes del tamaño 2, puestos en la esquina del noroeste, serían: 0,1,2,1,3,0,2,2,5,2,1,2,1,3,2,4
El promedio = 1.88
La varianza = 1.85
La proporción varianza-promedio = 0.98
Esto sí está muy cerca de 1.00, el valor de una población con individuos
Perfectamente distribuidos al azar.
2) Usando cuadrantes del tamaño de la escala 2 sólo en el sureste. Los datos de los 16 cuadrantes del tamaño 2, puestos en la esquina del sureste,
serían: 2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2
El promedio = 2.00
La varianza = 0.00
La proporción varianza-promedio = 0.00
Un valor de 0.00, es el valor de una población con individuos perfectamente
Regularmente distribuidos.
3) Usando cuadrantes del tamaño 1 para todo el mapa. Los datos de cuadrantes del tamaño 1, puestos por todo el mapa, serían:
7,8,0,0,0,0,9,7,4,0,8,8,3,1,0,0,8,8
El promedio = 3.94
La varianza = 14.41
La proporción varianza-promedio = 3.66
Un valor de 3.66 es más grande que 1 y entonces representa una población con individuos distribuidos en grupos por el espacio.
¿Por qué nos interesa obtener información sobre patrones de dispersión?
Patrones como estos son descripciones de poblaciones. Medir tal cosa no es hacer un experimento, es solamente hacer una descripción. Aunque tomar estos datos no es un experimento en sí, los patrones usualmente generan preguntas o hipótesis sobre los mecanismos que generan los patrones. Por ejemplo:
Mi hipótesis sobre los árboles de una plantación es que los árboles fueron puestos así por los seres humanos. Mi hipótesis sobre los árboles caídos es que los árboles más débiles están dispersos al azar por la comunidad de árboles y que los árboles más débiles son los que van a caer pronto (y producir los próximos árboles caídos).
Mi hipótesis sobre las palmas es que requieren mucha agua en el suelo para sobrevivir las sequías y que este tipo de suelo ocurre en parches.
Hipótesis como estas se pueden someter a prueba y fueron originadas por los patrones que medimos. Sin los patrones no hubiéramos tenido razones para empezar a proponer hipótesis para entender las causas - si no hay patrón, no podemos buscar la causa de un patrón!
Bibliografía
Una buena referencia sobre patrones de dispersión, medidas de poblaciones y métodos ecológicos en general es: Southwood, T.R.E. 1978. Ecological Methods. Chapman and Hall, New York. El capítulo 2 tiene información sobre cómo estimar patrones de dispersión. Se puede encontrar el libro en la biblioteca del Smithsonian Tropical Research Institute, Panamá, bajo el número QH 541.28.S68.
 
14.       APLICACIÓN DE LA COMPUTADORA AL ANÁLISIS DE DATOS
            Y A LA RESOLUCIÓN DE PROBLEMAS EN ECOLOGÍA.
 
            a). Introducción a los programas estadísticos computacionales
1.      Programa estadístico SPSS v.10
2.      Programa estadístico Ecology (Kreb, 1985)
3.      Programa estadístico Statles 2000
4.      Global Mapper 7.04
5.      Arcview 3.2
6.      Entre otros…
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15. INVESTIGACIÓN FINAL.
 
PATRÓN DE DISPERSIÓN DE LA CACTÁCEA Opuntia microdasis.
Siguiendo los requisitos de las prácticas anteriores se realizará una investigación sobre la distribución predictiva de alguna especie de importancia comercial o ecológica en el área del valle de las piedras encimadas. Mediante el marcaje de GPS de cada una de las plantas (Romero, 2006) se calcularán los límites máximos y mínimos de cada parámetro estimado (vr. gr. Elevación, pendiente y aspecto, entre otros), para posteriormente realizar extrapolaciones de dichos datos en Arcview 3.2. dichas extrapolaciones nos darán manchones coloreados los cuales se interpolaran a hectáreas o km2 y resultarán una cobertura de puntos por km2. Mediante una metodología similar al de las tablas de frecuencia se calculará el porcentaje de predicción para cada color. Obteniendo finalmente un mapa predictivo por km2.
El trabajo se entregará en formato WORD (Arial 11 pts) y POWER POINT por equipo, especificando el porcentaje de participación de cada participante.
Se recomienda que el trabajo final sea lo más apegado a un artículo científico,. Además, se recomienda que se entregue engargolado y a color (Formato texto) y en Formato digital o electrónico (Power Point).
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
16. METODOLOGÍA. PROBLÉMICA-PARTICIPATIVA-CREATIVA.
 
            Tal como procede en la ciencia moderna: conjetura y refutación, hipótesis y prueba. Ideas, información y práctica.
            Como es sabido en la Biología de campo no se puede trabajar sólo con la teoría. Por ello, se requiere forzosamente datos del mundo real. Entonces, la guía será: ¿qué medir?, ¿Cómo medir?, ¿con qué medir? ¿Para qué medir?
 
 
Medios de Enseñanza.
 
Campo experimental, laboratorios UJED, videos, proyectores, libros, sierra El sarnoso, entre otros.
 
EVALUACIÓN.
 
Evaluaciones por cada unidad donde se calificará lo siguiente:
 
Asistencia. . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10 puntos
Participación en clase. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10   "
Trabajo de campo……………………………………... 30   ”
Reporte. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . …………………...20   "
Exposiciones. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .30   "
Observaciones generales del maestro. . . . . . . . . . . . . . .±10   "
 
Y se evaluará al alumno, al programa, al maestro y a la institución. Al inicio, durante y al final del semestre.
 
*      NOTA:El alumno que acumule 3 faltas o 6 retardos no tendrá derecho a calificación final y tendrá forzosamente que presentar examen extraordinario.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17. BIBLIOGRAFÍA
 
Parker R.E., 1981. Estadística para Biólogos Ed. Omega. Segunda edición
Higuera M. 1980. Diseño y métodos experimentales de evaluación de dietas.
            Departamento de Biología animal, ecología y genética. Universidad de Granada
Berljin J.D. y Bernardón A.E. 1982. Pastizales naturales. SEP/Trillas. Producción
            Vegetal.
Bridarolli, et al.1996. Manual para las investigaciones de biología de campo. Curso Gigante. Panamá, República de Panamá.
Franco-López. 1989. Manual de Ecología. Editorial Trillas.
Colinvaux, P. 1986. Introducción a la ecología. Editorial Limusa.
Krebs, C.J. 1985 Ecología. Segunda edición. Editorial Harla.
Moreno. 2000. métodos para medir la vegetación.
Brower y Zar.1987. Field and laboratory methods for general ecology.
Suárez y Carmona. 1998. Ecología general.
Romero, M. U. 2006. Modelo probabilístico de la distribución geográfica-espacial de la cactácea A. myriostigma en la sierra El Sarnoso, Durango, México. Tesis de Maestria. FAZ-UJED. Ej. Venecia, Durango.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
¦ CALENDARIZACIÓN DE PRÁCTICAS DE CAMPO
1.    CARTOGRAFÍA. 3 sesiones (29 Agosto: *.ppt y Lab, 05 Sep: *.ppt y Lab y 12 de Sep: *.ppt y salida de campo)
*      Presentación Power Point. 10:00 am. Inivitado: Ing. Antonio Meraz (INEGI)
*      Práctica: desarrollar habilidades para la lectura de mapas (topográficos y temáticos) 3 sesiones.
a). 29 Agosto: Exposición *.ppt, cálculo de coordenadas geográficas de un punto de interés mediante Mapa Topográfico, b). 12 de Sep: Lectura de Mapas Temáticos (Ejercicio: cálculo de pendientes, orientación de la ladera, altitud, áreas y escala en el mapa) y c). 12 de Sep: Orientación en campo mediante Mapa Topográfico (Salida de Campo: encontrar un punto dado en el mapa).
Salida práctica de campo.
Fecha tentativa: Viernes 12 de Septiembre 2008. Hora tentativa: 10:00 hrs.
 
2.    SISTEMA DE GEOPOSISIONAMIENTO GLOBAL. Una sesión. 19 de septiembre
*      Presentación Power Point. 10:00 am.
*      Práctica: desarrollar habilidades para la utilización del GPS mediante la utilización de las teclas “Marck” y “Go To”. Práctica en especies silvestres y “visualización de los puntos en la computadora mediante el programa “DNR Gramin”.
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 19 de septiembre a las 12:00 pm
 
 
3.    COLECTA Y PRESERVACIÓN DE ORGANISMOS (ARTROPOFAUNA Y OTROS…). Una sesión. 26 de septiembre
*      Presentación Power Point. 10:00 am
*      Práctica: desarrollo de habilidades para la utilización de técnicas de colecta y preservación de artropofauna, herpetofauna, mastofauna, avifauna, etc. formatos de etiquetas y viales. Conocer las técnicas para
 
 
 su representación escrita.
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 26 Septiembre a las 12:00
 
 
4.    HERBORIZACIÓN DE VEGETALES: GUÍA BÁSICA.
una sesione. 03 de Octubre
*      Presentación Power Point. 10: 00 am. Invitado: Tesista investigador Jovan Medrano. Herbario ESB-UJED.
*      Laboratorio. conocer las Técnicas de montaje y especificaciones sobre etiquetas y otros…
*      Práctica: Desarrollar habilidades para la toma de muestras en campo y su preservación. Además de conocer las técnicas de colecta y preservación de ejemplares silvestres (sierra El Sarnoso).
 
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 03 Octubre a las 12:00
 
 
5. ANÁLISIS DE LA COMUNIDAD. Una sesión. 10 de Octubre
*      Presentación Power Point. 10:00 am
*      Práctica: desarrollar habilidades para la toma de datos mediante la técnica “Área mínima y el Método del Cuadrado”
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 10 Octubre a las 11:00
 
 
5.    VALOR DE IMPORTANCIA EN PLANTAS.
*      Presentación Power Point. 10:00 am
*      Práctica de laboratorio: desarrollar capacidades para la aplicación de pruebas computacionales al Registro y análisis de los datos. (comparación) juntos con la práctica anterior.
 
 
Práctica de laboratorio.
Fecha y Hora tentativa: 17 Octubre a las 10:00
 
 
6.    ÍNDICES DE DIVERSIDAD POR GREGORY S. GILBERT
*      Presentación Power Point. 10:00 am
*      Práctica de laboratorio: desarrollo de capacidades para la selección de pruebas en el análisis de índices de diversidad a y b.
Práctica de laboratorio.
Fecha y Hora tentativa: 24Octubre a las 10:00
 
 
7.    PATRONES DE DISPERSIÓN.
*      Presentación Power Point. 10:00 am
*      Práctica de laboratorio: desarrollar habilidades para el análisis del patrón de la dispersión de las especies y la inclusión del uso del GPS para la comparación.
Práctica de laboratorio y campo.
Fecha y Hora tentativa: 31 de Octubre a las 11:30
                                
       
 
9.   APLICACIÓN DE LA COMPUTADORA AL ANÁLISIS DE DATOS
            Y A LA RESOLUCIÓN DE PROBLEMAS EN ECOLOGÍA.
*      Presentación Power Point. 10:00 am
*      Práctica de laboratorio: desarrollar habilidades para el análisis y presentación de datos ecológicos mediante los paquetes computacionales: DNR Garmin 4.3, Google Earth pro, Global Mapper 9.03, ArcView 3.2, Statlets 3.2 y SPSS 10.
Práctica de laboratorio.
Fecha y Hora tentativa: 07de Noviembre a las 10:00 am
 
 
 
 
 
 
 
 
10. INVESTIGACIÓN FINAL.
 
*      Desarrollar habilidades para la integración y presentación de datos mediante una investigación científica en la que apliquen los conocimientos adquiridos durante el curso. Esta investigación se presentará en un escrito científico como lo especifica el Curso Gigante.
 
 
*      El trabajo científico se entregará en formato *.doc y *.ppt en disco o memoria USB.
 
 
 
*      *NOTA: DESDE EL LAPSO DE TIEMPO PARA LA ELABORACIÓN Y ENREGA DEL TRABAJO CIENTIFICO COMIENZA EL DÍA 07 DE NOVIEMBRE Y TERMINA EL DIA 28 DE NOVIEMBRE.
*      **NO HAY PRORROGA DE TIEMPO. EQUIPO QUE NO ENTREGUE EL TRABAJO PERDERA PARTE IMPORTANTE DE SU CALIFICACIÓN. PUDIENDO TENER CALIFICACIÓN REPROBATORIA.
 
 
 
 

[i] Obra de referencia los alumnos de "Técnicas experimentales en Botánica"
con facilidad en caso necesario.
 [i]http://www.us.es/flodhis (fig. 3).
 
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