EJEMPLO DE UN ORGANISMO HERBORIZADO
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Se crearon así los principales herbarios institucionales, asociados a jardines botánicos que gestionaban los recursos vegetales de las colonias.
En la actualidad existen centenares de grandes herbarios que atesoran un inmenso archivo vegetal que es el resultado y a la vez el testimonio científico de la investigación en Botánica. Se han realizado muchos progresos en los materiales, la conservación y la documentación de los herbarios, pero la técnica básica sigue siendo ese gesto tan sencillo de aquel profesor del s. XVI: introducir una flor entre dos hojas de papel.
9.2. Objetivos
La elaboración de un herbario de carácter local tiene los siguientes objetivos:
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Aprender la técnica básica del herbario.
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Aprender la metodología de la identificación de las plantas.
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Servir de colección de referencia para el estudio de la flora local.
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Contribuir al conocimiento de la distribución de las plantas dentro de una comarca, provincia y región dadas.
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Servir de testimonio sobre la presencia en determinadas zonas de ciertas especies de valor florístico o ecológico que puedan ser amenazadas por la actividad humana (recalificaciones de terrenos, roturaciones, actividades de extracción de áridos, repoblaciones inadecuadas, sobrepastoreo, etc...).
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Elaborar un catálogo de la flora local con información:
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taxonómica (clasificación, nomenclatura),
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biológica (biotipos),
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corológica (distribución comarcal y área de distribución geográfica),
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ecológica (hábitats y frecuencia),
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fenológica (época de floración, fructificación, etc.) y
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etnobotánica (nombre vulgares y usos populares)
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legal (toxicidad, legislación, catalogación conservacionista)
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Iniciar una línea de investigación que trasciende de la actividad de un grupo concreto de personas hacia las generaciones futuras.
9.3. Materiales.
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Herramientas y materiales de campo
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Azadilla de mano o similar
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Guantes de jardinería
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Tijeras de podar pequeñas
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Navaja o machete
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Bolsas de plástico de varios tamaños
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Cinta métrica (10 m)
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Lupa de mano o cuentahilos
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Cuaderno de tapa dura (cuaderno de campo)
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Lápices, bolígrafos y etiquetas de papel
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Prensa de mano (o de campo) construída mediante dos tablas de contrachapado o dos parrillas de listones de pino; medidas aproximadas: 46 x 29 cm y 5-10 mm de grosor. Se atan mediante dos correas
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Instrumentos de laboratorio
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Lupa binocular (microscopio estereoscópico), mínimo de 20 aumentos.
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Arcón congelador (-18º). En caso necesario sirve un buen frigorífico con congelador.
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Pinzas de punta fina (de las que usan los relojeros).
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Aguja enmangada.
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Lanceta afilada o escalpelo.
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Prensa pesada o de laboratorio (de tornillos) contruída con dos tablones macizos de pino de 60 x 35 x 4 cm, unidos por dos espárragos roscados de 60 cm y 15 mm de diámetro, provistos de grandes palometas de 30-40 cm.
1. Bibliografía recomendada para las provincias de Cádiz, Córdoba, Huelva y Sevilla
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Para biólogos y estudiantes experimentados: B. Valdés & al. (eds., 1987) Flora Vascular de Andalucía Occidental. Ketres Editores S.A., Barcelona (fig. 2)
a. Para novatos: C. Romero Zarco & J. Roales (2001) Flodhis 2001: Flora Didáctica Hispalense, Universidad de Sevilla, en CD-Rom y en Internet:
a. Para trabajos de investigación es imprescindible consultar Flora Iberica (S. Castroviejo & al., 1989-2002).
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Fig. 2.- Páginas de la Flora Vascular de Andalucía Occidental (Valdés & al., 1987)
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Fig. 3.- Portada del CD-Rom "Flodhis 2001" (C.Romero & J. Roales)
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1. Mapas (algunos no se pueden adquirir sueltos o están agotados):
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Cartografía escala 1: 50.000. Ejemplo: hoja g13d25 "TORREÓN"
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Mapa geológico de E. 1: 50.000. INEGI (1988).
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Mapa de suelos. Ejemplos: misma clave
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Mapa de cultivos y aprovechamientos E. 1: 50.000.
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Mapas de vegetación: igual que las anteriores
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Papel y medios de montaje
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Pliegos de papel de periódico tamaño estándar
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Hojas de papel secante (tipo estraza o similar), que no contenga grasa
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Pliegos de papel blanco o de tonos claros de 45 x 29 cm (medidas una vez doblado)
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Cartulinas o papel grueso de tonos claros de 44 x 28
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Etiquetas normales o autoadhesivas 13 x 9 cm o tamaño parecido
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Cinta adhesiva de tela o esparadrapo
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Pegamento blanco
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Productos químicos:
La mayoría de los productos que se utilizan en la conservación de un herbario son tóxicos y no son recomendables para un herbario de carácter local. Los insecticidas a base de piretrinas de uso doméstico son los únicos recomendados para eliminar posibles plagas y siempre siguiendo las recomendaciones del fabricante. Los productos fungicidas son tóxicos y caros, por lo que es mejor utilizar medios físicos y preventivos: el control de la humedad es el más barato y eficaz. Se consigue controlando que la desecación de las plantas sea rápida y completa. Se pueden utilizar bolsitas de gel de sílice que se introducen en las cajas o armarios y que se reutilizan secándolas periódicamente en una estufa.
1. Material de oficina y mobiliario:
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Ordenador personal con procesador de texto y programa de manejo de bases de datos
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Impresora
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Una mesa de trabajo amplia
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Armario metálico con puertas opacas de cierre hermético y baldas interiores. Hay que prever la posibilidad de adquirir otros iguales cuando el herbario crezca.
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Cajas de cartón de las medidas adecuadas para almacenar los pliegos del herbario y optimizar el espacio de los armarios
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Cinta adhesiva de embalar para preparar paquetes de plantas
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Papel de embalaje resistente (color cuero)
9.4. Métodos básicos.
9.4.1. Información previa
A) Antecedentes
Es importante buscar y recopilar la información previa existente sobre la flora local, en primer lugar tomando como referencia principal la flora regional si existe, por ejemplo "Flora Vascular de Andalucía Occidental" que se menciona en el apartado III.3. Otras fuentes a investigar son las tesis doctorales y artículos publicados en revistas especializadas. Por ejemplo, para las sierras subbéticas sevillanas existe una tesis dosctoral leída en la Universidad de Sevilla por el prof. Emilio Ruiz de Clavijo cuyos resultados están publicados. Véase:
· E. Ruiz de Clavijo, B. Cabezudo & E. Domínguez (1984) Contribución al estudio florístico de las serranías subbéticas de la provincia de Sevilla. Acta Botanica Malacitana 9: 169-231. Universidad de Málaga.
· Así como numerosos artículos sobre la flora andaluza publicados principalmente en las revistas Lagascalia (Univ. de Sevilla) y Acta Botanica Malacitana (Univ. de Málaga)
B) Factores geográficos
Se recopilará la información existente sobre geología (mapas geológicos, etc.), suelos (mapas de suelos), cultivos (estudios agro-biológicos) etc., así como los datos climatológicos correspondientes a las estaciones más próximas a la zona de estudio, que pueden solicitarse a través de Internet al Instituto Nacional de Metereología (www.inm.es).
C) Legislación
Es muy importante conocer la legislación vigente sobre recolección de especies de flora silvestre y los catálogos de especies amenazadas. Para Andalucía se debe consultar la Ley 8/2003 de 28 de Octubre de la flora y la fauna silvestres (BOJA de 12 de Noviembre) y el LIbro Rojo de la Flora Silvestre Amenazada de Andalucía, tomos 1 y 2 (G. Blanca & al., 1999-2000). Además hay que tener en cuenta que en los espacios naturales protegidos no se pueden recolectar muestras sin permiso administrativo previo.
9.4.2. Recolección
Las salidas al campo para realizar la recolección deben de distribuirse a los largo de todo el año, con una frecuencia mayor en los períodos de máxima floración. Para un área de muestreo que se pueda recorrer en un solo día, puede servir de referencia el siguiente plan de trabajo:
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Desde final del invierno (aquí 3ª semana de Febrero) hasta principio del verano (1ª semana de Julio aprox.) se debería recolectar dos o tres veces al mes.
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El resto del año es suficiente con una salida mensual
Siempre que sea posible se recolectarán las plantas en flor y con fruto, volviendo si fuera necesario al mismo lugar donde se recogió en flor para recolectar la planta con fruto.
Las plantas herbáceas de tamaño pequeño o mediano (hasta unos 60 cm), se arrancan a mano o se desenraízan con ayuda de la azada y se recolectan enteras.
De las plantas herbáceas de mayor tamaño y de las leñosas se desgaja o se corta una rama con flores y/o frutos. Si fuera necesario se toma otra rama con hojas. En el caso de plantas con hojas basales (generalmente grandes), se desprende una de dichas hojas para prepararla en pliego aparte.
Las plantas con bulbos o tubérculos se deben recolectar lo menos posible, para no dañar las poblaciones. Cuando estos órganos son pequeños (2-3 cm) se pueden cortar en rodajas verticales para su prensado. Cuando son grandes es mejor dejarlos "in situ". Se excava al pie y se extrae la planta completa con el órgano perdurante. Luego se anotan las características del bulbo o tubérculo (tipo, tamaño, posibles coberturas de hojas especiales, etc). A continuación se separa la parte aérea y se vuelve a enterrar el órgano subterráneo.
En todos los casos anteriores es conveniente recolectar más de una muestra para suplir posibles pérdidas o para obtener duplicados. También es conveniente, sobre todo al principio, recolectar en una bolsita un ramillete de flores para poderlas diseccionar en el laboratorio, manteniendo intactas las del pliego para el herbario.
Hay que poner atención a las praderitas de pequeñas herbáceas que crecen en terrenos arenosos húmedos que se secan pronto, así como a las plantas acuáticas, que a veces no florecen o tienen flores casi invisibles.
Las plantas recolectadas en un mismo lugar se introducen en la misma bolsa de plástico, con una etiqueta escrita a lápiz donde se anota la fecha y el lugar. Las plantas más pequeñas o delicadas pueden guardarse dentro de un bolsa más pequeña para que no se pierdan entre las grandes.
9.4.3. Documentación
En cada punto de muestreo se anotará en el cuaderno de campo (fig. 4) la siguiente información:
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Fecha.
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Localidad, con datos de mayor a menor:
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Provincia: término municipal, topónimo referenciado en el mapa (río, carretera y Km, poblado, cerro, sierra, etc.).
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Datos edáficos y ecológicos
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tipo de roca o de suelo,
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vegetación o tipo de cultivo,
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biotopo concreto (ej.: camino, cuneta, borde de charca, taludes, paredes rocosas, tejados, etc.), en el caso de que sea el mismo para todas las plantas de ese lugar.
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Altitud sobre el nivel del mar (la forma barata es consultando el mapa 1:50.000 ó 1:25.000, la forma cara con un altímetro calibrado o un GPS).
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Coordenadas UTM (mínimo con una precisión de 10 km, pero es mejor de 1 Km).
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Nombre de los recolectores
Estos datos servirán para etiquetar todas las plantas de la misma bolsa.
Para cada especie que se recolecte en el mismo lugar se harán las siguientes anotaciones:
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Número de recolección, siguiendo un orden correlativo para cada año, empezando por el número 1/04, etc... Si luego al sacarlas de la bolsa aparece otra especie que no habíamos anotado, o si en un ramillete iban dos mezcladas, se le asigna a una de ellas el n/04b, n/04c, etc.
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Identificación provisional de campo. Por ejemplo la familia o el género que nos parece, o un nombre vulgar o simplemente un mmote del tipo "hierba de flores rositas nº 1". En caso de duda es mejor repetir una especie que perderla, por tanto si dos plantas nos parecen cosas distintas... al saco con las dos.
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Biotopo (en caso de que sea diferente del anotado arriba)
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Caracteres que no se podrán ver después en el pliego:
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Tamaño y aspecto de la planta entera (si se cojió sólo un trozo)
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Hábito (si es rastrera, trepadora, bulbosa, etc.)
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Abundancia en el lugar
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Color de las flores
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Estado fenológico (si tiene hojas para las plantas de hoja caduca, estado de la floración, fructificación, etc.)
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Datos de uso y nombres vulgares obtenidos de la gente del lugar
9.4.4. Prensado y desecación
Cuando la salida al campo es de corta duración (por ejemplo una mañana), pueden prepararse las plantas por la tarde en el laboratorio, o guardar las bolsas anudadas en un frigorífico (a unos 8 º C) para preparar las plantas al día siguiente con la prensa pesada (fig. 5). Cuando la excursión dura un día completo o si el clima es muy adverso (demasiado calor), se preferible hacer una paradita en un lugar adecuado y preparar las plantas con la prensa de mano.
En ambos casos cada planta se coloca en un pliego de papel de periódico en cuya esquina inferior derecha se habrá anotado previamente el número de recolección. Se despliega la planta de forma que queden sus partes bien visibles (en especial las flores o frutos), eliminando las partes que sobresalgan o que abulten demasiado.
Luego se coloca el pliego sobre una almohadilla secante (varios pliegos de papel de estraza grapados) y se tapa con otra, a la vez que se ejerce cierta presión con las manos para acomodar la planta. Habrá que tener especial cuidado con las plantas espinosas, que conviene someter a "tratamiento" previo aplastándola entre dos almohadillas o dos tablas en el suelo, mejor con ayuda de los pies que de las manos. Los bulbos, tubérculos y frutos voluminosos, en caso de que sea necesaria su recolección, se guardan aparte para secarlos en estufa o al sol.
Las plantas acuáticas se preparan siguiedo la misma técnica que para el prensado de las algas. Véase el apartado "Conservación de las algas" en la página "Prácticas de Biología Marina":
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Fig. 4.- Cuadreno de campo
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Fig. 5.- Prensa de tornillos
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Cuando tengamos el paquete formado por pliegos y almohadillas se mete en la prensa y se aprieta. No es conveniente ejercer una presión excesiva al principio, sólo la necesaria. En horas y días sucesivos se aumentará la presión a medida que las plantas pierdan agua y volumen.
Al día siguiente hay que cambiar todas las almohadillas secantes por otras secas, dejando cada planta dentro de su pliego de campo. Lo mismo se repetirá diariamente al menos durante tres o cuatro días seguidos. Luego se puede cambiar cada dos días y empezar a extraer los pliegos que estén secos. Éstos se reunen en paquetes sin apretar y se ponen al sol (sin que le dé el sol directamente a las plantas) para que acaben de secarse. Cuando en la misma prensa se preparan plantas delicadas junto con otras más robustas, espinosas o suculentas, conviene separarlas mediante un panel de madera intermedio, para que la humedad, las espinas o los bultos de éstas últimas, no alteren la desecación de las primeras.
La conservación de los colores de las flores mejora mucho si se plancha cada pliego (sin usar el vapor) por encima de la almohadilla secante. Esto se puede hacer a partir del segundo día de prensado. Luego se vuelve a meter en la prensa.
9.4.5. Descontaminación y conservación
El método recomendado para colecciones particulares y herbarios locales es la congelación a -18 º C durante tres días del material una vez bien seco y envuelto en bolsas de plástico precintadas. Las colecciones ya existentes en el herbario se someterán a descontaminaciones periódicas a ser posible todos los años. Cada tres días se saca un paquete y se mete el siguiente, conservando el mismo orden. Hay que tener en cuenta que el material seco y congelado es muy frágil y que hay que evitar a toda costa la humedad. Si el tiempo es muy húmedo es mejor esperar a otro momento.
Muchas plantas traen ya dentro las larvas que podrían destruirlas mientras se secan o incluso después. El método descrito garantiza la destrucción de todos los insectos. Las bolas de naftalina pueden ser útiles para mantener alejados a los insectos. Los más peligrosos son varios géneros de escarabajitos voladores ("coquitos") cuyas larvas destruyen las plantas secas, y también los "pececillos de plata" (Lepisma saccharina) y las cucarachas, que se comen el papel y la cola. Para evitar los hongos lo más aconsejable es desecar las plantas muy bien antes de guardarlas y preservar los armarios de la humedad. Por ejemplo calentando la habitación en períodos húmedos o poniendo bolsitas de gel se sílice en las cajas (estas bolsitas hay que secarlas periódicamente). Es importante, para evitar contaminaciones, el no trabajar con plantas frecas o sin descontaminar en la misma habitación donde se guarda el herbario.
9.4.6. Etiquetado
Con los datos de la libreta de campo se elaboran las etiquetas para cada planta. Una forma sencilla es hacer el número suficiente de etiquetas iguales para todas las plantas de una misma colección, y luego añadir a mano los datos concretos de cada ejemplar. Otra solución es hacer las etiquetas a partir de una base de datos cuando esté el material identificado. En cualquier caso puede servir el siguiente formato:
HERBARIO DEL IES "Castillo de Cotes", Montellano
Diplotaxis catholica (L.) DC. Fam. Crucíferas
Fl. amarillas.
Vulgo: "jaramago"; se usa como alimento de aves canoras
SEVILLA: Montellano, casco urbano, junto al Polideportivo
Herbazales ruderales; suelo arcilloso; 210 m.s.m. TF7097
11.II.2004
Leg.: C. Romero & al.
Det.: C. Romero 0001/04
Cuando se tiene la certeza de que el etiquetado se va a retrasar por falta de tiempo o por cumulación de trabajo, es conveniente hacer etiquetas provisionales a mano, en previsión de una pérdida de datos que arruinaría el valor de los pliegos.
El montaje consiste en fijar el ejemplar o ejemplares en un soporte definitivo junto con su etiqueta. Hay diversos métodos. El más sencillo consiste en fijar las plantas mediante tiritas de adhesivo de tela (esparadrapo o similar), sobre una cartulina o papel grueso definitivo.
En primer lugar se pega la etiqueta en el ángulo inferior derecho del pliego (fig. 7) Luego se dispone la planta (o las plantas) en una posición lo más natural posible (fig. 
y se sujetan por aquellas partes que no importe tapar, nunca por la base de las hojas o tocando las flores, salvo que éstas sean muy grandes, sino por el centro de los entrenudos, pedicelos y pedúnculos (fig. 9).
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Fig. 6.- Pegado de papel fino sobre el borde trasero izquierdo de la cartulina
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Fig. 7.- Pegado de la etiqueta
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Cuando las plantas son muy pequeñas se montan una o dos y el resto se mete en un sobre de papel, que se fijará con cola cerca del centro de la cartulina. Las partes que se hayan desprendido o se puedan desprender, como flores sueltas, hojas o semillas, se meten también en un sobre de papel que se pegará preferentemente cerca del ángulo superior derecho del pliego.
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Fig. 8.- Colocación de las plantas sobre la cartulina definitiva
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Fig. 9.- Fijación de las plantas mediante tiritas adhesivas
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El ejemplar así montado se guarda en un pliego doble de papel fino (camisa), en cuyo borde inferior se anotará a lápiz la familia y la especie. Otra posibilidad es pegar sobre el borde de la cartulina una hoja de papel fino y translúcido (fig. 6).
9.4.8. Almacenamiento y ordenación
Los pliegos deben resguardarse del polvo, de la humedad, de la luz directa y de los insectos. Es conveniente guardarlos en cajas de cartón que cierren bien. Éstas a su vez se colocan en una armario metálico de cierre hermético. Los pliegos de especies de un mismo género se introducen en una camisa (pliegos de papel o cartulina algo más grandes y con solapa) con el nombre del género y de la familia. Si son muchos se abre otra camisa.
Hay tres criterios básicos para clasificar y ordenar el material de un herbario:
· Taxonómico: según su clasificación biológica; permite comparar especies y géneros próximos para identificar un ejemplar nuevo.
· Geográfico: por su procedencia; es un criterio importante en herbarios de ámbito geográfico mundial.
· Alfabético, que permite un acceso rápido.
Para un herbario de tipo personal o local recomiendo:
1. Criterio taxonómico para ordenar los pliegos en especies, género, familias y clases o grandes grupos (Helechos, Gimnospermas, Monocotiledóneas y Dicotiledóneas, en ese orden).
1. Criterio alfabético para ordenar las familias dentro de cada clase, los géneros dentro de cada familia, y las especies dentro de cada género.
9.4.9. Bases de datos
Para un herbario personal o local es suficiente con una base de datos sencilla, de un solo fichero, que contenga un registro por cada ejemplar del herbario (por cada número de recolección), aunque el resto de la información de la etiqueta sea algo repetitiva. Los datos etnobotánicos (nombre vulgar, usos etc., es mejor incluirlos en otra base de datos en la que habrá un solo registro por cada especie, o bien incluir un campo con referencias a documentos de texto. Para herbarios más grandes es mejor un sistema de varias bases de datos relacionadas mediante campos de código (fichero de taxones, fichero de localidades, etc.), lo que hace más lenta la consulta y recuperación de datos. Un ejemplo de estructura de base de datos sería la siguiente:
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Nombre del campo
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Tamaño
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Contenido (ejemplo)
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Familia
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20 caracteres
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Cruciferae
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Género
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20 caracteres
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Diplotaxis
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Especie
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35 caracteres
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catholica (L.) DC.
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Infraespecie
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35 caracteres
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[var. o subsp. fulanita, si acaso]
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Observaciones
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35 caracteres
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flores amarillas
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Provincia
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7 caracteres
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SEVILLA
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Localidad
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50 caracteres
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Montellano, casco urbano, junto al Polideportivo
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Hábitat
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35 caracteres
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Herbazales nitrófilos
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Altitud
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4 cifras, sin decimales
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210
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UTM
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6 caracteres
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TF7097
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Fecha
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De tipo fecha
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11.02.2004
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Legit (recolectores)
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30 caracteres
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C. Romero
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Determinavit
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15 caracteres
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C. Romero
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Núm
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8 caracteres
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0001/04
|
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Total
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309 bytes aprox.
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9.5. Uso del herbario
Los usos de un herbario local pueden resumirse así:
1. Como depositario o testimonio del material de trabajos de campo o de laboratorio.
1. Para identificar plantas por comparación.
1. Para la consulta de investigadores (personalmente o mediante préstamo del material).
1. Para realizar intercambios de material (duplicados) con otros herbarios.
1. Para obtener datos para trabajos monográficos sobre las plantas: catálogos, especies útiles (medicinales, aromáticas, comestibles, etc.), etnobotánica (usos, nombres vulgares, curiosidades).
1. Para obtener informes sobre la presencia en la localidad de determinadas especies, por ejemplo especies raras, vulnerables o en peligro de extinción. Esto es muy importante en los informes de impacto ambiental.
1. Para completar el conocimiento de la flora comarcal, provincial, etc., publicando o comunicando en congresos las novedades que hubiera.
1. Para realizar exposiciones periódicas temáticas del tipo:
· "Flores de la Sierra"
· "Las flores del mal" (plantas venenosas)
· "La despensa verde" (plantas comestibles)
· "Flora melitófila" (para la miel)
· "La vegetación mediterránea" (especies leñosas)
· "Endemismos béticos y bético-rifeños y su protección"
· "Curiosidades de las plantas de... " (plantas parásitas, golosinas naturales, semillas curiosas, orquídeas, etc.)
· "Las plantas y el arte" (comparación de dibujos al carbón o a plumilla con los modelos naturales)
· "Las plantas y la fotografía"
· "Flora mitológica" (exposición de especies con su correspondiente mitología en la tradición greco-latina: mitología clásica greco-romana, bíblica, etc.)
· "Malas hierbas y buenos agricultores: especies invasoras y su manejo en agricultura ecológica"
Con frecuencia estas actividades escapan del ámbito exclusivo de la Biología y la Botánica y requieren la colaboración de otras materias: Geografía, Historia, Artes plásticas (dibujo, fotografía), Medicina (Farmacología), Gastronomía, Agronomía, Ecología/Ecologismo, Educación Física... Política (¿por qué no?).
Todos estos usos pueden realizarse también en colaboración con otros herbarios de la comarca o con entidades públicas (Delegaciones de Medio Ambiente, Parques Naturales, etc.) o privadas (asociaciones culturales o ecologistas, cooperativas agrícolas).
© Carlos Romero Zarco, Universidad de Sevilla – 11 de Febrero de 2004
Últimos cambios: 15 de Julio de 2004
[1] Obra de referencia para los alumnos de "Técnicas experimentales en Botánica"
[1] Los herbarios para la asignatura "Técnicas experimentales en Botánica" no deben montarse, sólo se puede cambiar los pliegos de campo por otros limpios y se deben pegar las etiquetas para que no se extravíen, pero sólo por una esquina, para que puedan desprenderse con facilidad en caso necesario.
Práctica de Herborización
Herborización
I. Introducción.
El botánico debe tener habilidades para colectar, prensar, preservar, secar, montar sus muestras, recabar información y analizar los datos para lograr la adecuada identificación de la especie, estas etapas son complementarias que en conjunto es denominado herborización.
El nombre del organismo es la clave para todo lo que tenga que decirse o escribirse sobre la
especie a la que pertenece.
Ser taxónomo implica el conocimiento anatómico y morfológico de los diversos órganos vegetales, a su vez las herramientas de un taxónomo son los especimenes del herbario, el microscopio, y literatura botánica. Algunas veces se requiere la consulta de un especialista del grupo en referencia, con quien hay que realizar envíos.
Un herbario es una colección científica de plantas herborizadas, generalmente referida a plantas superiores o con flores (angiospermas y gimnospermas), también puede comprender al grupo de los helechos (pteridófitas), así como musgos (briofítas) y hongos e incluso algas (excepto los organismos microscópicos, que como colecciones suelen depositarse con otro sistema).
Algunos herbarios poseen otros tipos de colecciones, como frutos, semillas (carpotecas) y fotografías, o muestras de madera (xilotecas), incluso otros tienen incorporados jardines botánicos, su actividad es importante generando publicaciones periódicas científicas. Muchos herbarios, poseen también acuerdos de intercambio de ejemplares con otras instituciones, este hecho enriquece notablemente a cada colección. Los herbarios como otras colecciones de organismos, juegan un papel importante como puntos de consulta y referencia científica.
II. Objetivos
- Reconocer las fases de la herborización.
- Instruir al alumno de forma correcta en el registro de datos botánicos de campo.
- Instruir al alumno en la colección, prensado, preservado, secado, identificación y montaje de muestras botánicas.
III. Materiales y equipos
3.1.Para colecta
- Subidores
- Cinturón de seguridad
- Tijera telescópica
- Tijera de podar de mano
- Cinta maskintipe de tela de ½ pulgada
- Cinta de embalaje de 2 pulg.
- Plumón indeleble
- Machete o puñal
- Cinta métrica de 5 m
- Bolsa de polietileno de 50 Kg
- GPS
- Cuaderno de campo
- Lapicero
- Lupa
- Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 2
3.2. Para prensado
- Periódico
- Prensa de madera
- Cuerda o cinturón para prensa.
- Cartón corrugado
- Lámina de aluminio corrugado.
3.3. Para preservado
- Alcohol de 90° + agua.
- Solución FAA = Formol, alcohol de 90°, ácido acético glacial (método alternativo).
- Aguardiente (método alternativo).
3.4. Para secado
- Estufa secadora
- Cocina eléctrica
- Cocina a gas.
- Secador con focos 50 watts.
3.5. Para identificación
Como herramientas para la identificación de especímenes botánicos pueden ser citados las siguientes herramientas:
- Bibliografía especializada como Font, 1985; Gentry, 1996; Maas, Westra & Farjon, 1998; Parrota, Francis & De Almedia, 1995; Pennington, Reynel & Daza, 2004; Ribeiro, et al. 1999. Rios, 1982; Vásquez, 1997; entre otras publicaciones.
- Muestras de herbario.
- Curadores de herbario.
- Microscopio
- Estuches de disección.
3.6. Para montaje
- Cartulina dúplex
- Silicona y pistola (alternativo)
- Hilo & aguja de coser (ideal)
- Etiqueta
- Sobre
IV. Procedimiento.
4.1. Colección.
Las muestras deben ser fértiles, es decir deben estar constituido por órganos vegetativos (ramilletes con hojas) y órganos reproductivos (flores y/o frutos), si la especie es cauliflora se debe colectar con parte de corteza.
.
Si se trata de árboles o arbustos se debe seccionar una rama terminal o lateral que represente sus características, en plantas con polimorfismo, en adición a la colección de las ramas se debe colectar partes basales de la planta (una sección de tallo con dos o tres hojas es suficiente) esto permitirá verificar si las hojas son diferentes a las de la parte superior (heterofilia) o si tienen otra disposición o si sus medidas son diferentes.
Si se trata de plantas pequeñas como muchas herbáceas, si fuera posible se colecta la planta completa también se debe considerar la partes subterráneas, cuando son muy pequeños hay Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 3 que elegir varios especimenes con la finalidad de llenar la cartulina de montaje. El espécimen colectado no debe exceder las dimensiones de la cartulina de montaje.
Para las Criptógamas (plantas sin flores): si se trata de helechos (las muestras deben poseer
frondas esporíferas u hojas con soros y una parte del rizoma), si se trata de líquenes (las
muestras deben tener apotecios), si se trata de musgos y hepáticas (las muestras deben tener
esporangios). Las algas deben ser completas y rápidamente adheridas a la cartulina de
montaje original, si se trata de hongos deben ser colectadas en forma completa, pero por lo
general se consideran en herbarios separados: Ficotecas y Micotecas.
4.1.2. Técnicas y datos de campo.
Se toman tres (03) muestras de la misma planta para asegurar una buena colección, el
número de muestras puede variar según lo requiera la investigación, una quedará para el
herbario o proyecto en el cual Ud. trabaja y las restantes servirán para canje o intercambio,
donaciones, o para determinaciones taxonómicas por especialistas y convenios con otras
instituciones similares. Los ejemplares son codificados con el número de colección
correlativo o con un número correlativo temporal, según sea el caso, luego las muestras son
depositadas de forma horizontal en una bolsa de polietileno o saco para continuar con la
colección del día.
Los datos de campo son anotados en un cuaderno y para cada taxón es colocado el mismo número que se anotó en el periódico, luego se toma nota de las características que no se aprecian cuando la muestra está seca, en el cuaderno de campo debe ir la siguiente información:
4.1.2.1. Ubicación
a. Política
Debe describirse de manera exacta la ubicación política del lugar de colección, por ejemplo:
Perú. Región Loreto. Provincia de Maynas. Distrito de San Juan. Localidad de Puerto Almendras. Jardín Botánico Arboretum el Huayo. Facultad de Ciencias Forestales. Universidad Nacional de la Amazonía Peruana. Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo
Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 4
b. Geográfica
Debe indicarse las coordenadas geográficas del lugar de colección, puede ser en coordenadas sexagesimales o en UTM.
3° 49’ 55.70” S / 73° 22’ 26.02” W
4.1.2.2. Características de la planta
a. Para todas las plantas
- Familia y/o género si es posible reconocerla en el campo.
- Nombre común.
- Habito (árbol, liana, arbusto, hierba, helechos arborescentes) o formas de vida
intermedias (parásita, hemiparásita, epífita, hemiepífita, sufrútice, trepador, reptante,
escandente, voluble).
- Altura m.
- Olor y sabor: clasificada en fuerte, agradable, dulce, fétido, picante o similares a
productos de uso corriente. Diferenciar el sabor de la plantas puede resultar peligroso si
la planta es tóxica, motivo por el cual no se detalla en esta publicación.
- Textura de la hoja: papirácea, cartácea y coriácea.
- Flor: color del pétalo, del sépalo, y de las partes distinguibles.
- Fruto: color del epicarpio, del mesocarpio y del endocarpio.
b. Cuando es árbol
- Dap cm.
- Forma del fuste
- Tipo de base del fuste
- Tipo de ritidoma
- Tipo de exudado
c. Cuando es palmera
- Habito: caulescente (cespitosos o
solitarios) o acaule.
- Textura del tallo: armado o inerme.
- Distancia de entrenudos.
- Longitud de vainas
- Inserción de la vaina en el tallo:
amplexicaule o no.
- Tipo de hoja: palmada o pennada.
- Longitud de hoja.
- N° de pinnas por lado cuando es
pennada.
- N° de segmentos cuando es simple.
- N° y longitud de raquillas
- Longitud de raquis.
- Número de hojas por indivíduo.
Guía de Práctica de Botánica Sistemática Ing° Fredy F. Ramírez Arévalo Universidad Nacional de la Amazonía Peruana – Facultad de Ciencias Forestales 5
d. Helechos
- Longitud de fronda.
- Longitud de pinnas.
- Color, forma y disposición de soros.
e. Heliconias
- Longitud y diámetro del pseudotallo (agrupación de peciolos).
- Tipo y color de indumento: pubescencia y pulverulencia.
- Color de la savia.
- Largo y ancho de la lámina.
- Longitud del pecíolo.
- Forma del márgen del pecíolo en el punto de unión con el pseudotallo.
- Forma de inflorescencia: erecta, semipéndula o péndula.
- N° de cabezuelas.
- Tipos de cabezuelas: compactas o distantes.
- Color de brácteas florales externa e internas
f. Bromelias
- Longitud de hojas.
- Tipo de hojas: equitantes, arrosetadas.
- Tipo de bordes: entera o dentada.
- Longitud de la inflorescencia.
- Tipo de indumento
4.1.2.3. Otros datos importantes
- Fecha de colección
- Altitud
- Hábitat: bosques primarios, secundarios, de tierra firme, de zona inundable (várzea, igapó).
- Número de muestras
- Tipo de suelo: diferenciando en arcilloso, arenoso, arenoso-arcilloso, con gravilla o cantos rodados, rocoso (calcáreas, sedimentarias, graníticas intrusivas, basálticas, etc.), drenado.
- Equipo de trabajo
Los datos en el cuaderno de campo deben seguir la siguiente estructura:
Los datos en el cuaderno de campo deben seguir la siguiente estructura:
4.2. Prensado
Por lo general cuando se prensan plantas que superan el tamaño estandar del periódico, se requiere muchos periódicos para prensar las partes de un solo ejemplar, por ejemplo con Euterpe precatoria “huasaí” la hoja completa supera 1 m de largo, en este caso se disecta la hoja en cuatro (4) partes, la parte basal del peciolo (1/4), la parte basal de la lamina foliar (2/4), la parte media de la lámina foliar (3/4) y la parte apical de la lámina foliar (4/4), estos en conjunto forman un ejemplar de la especie colectada, a cada ejemplar se asigna una letra o número diferente para distinguirla de los demás ejemplares de la misma especie.
4.2.1. Número de colección
El número de colección del colector, son colocados a las muestras de varias formas, Rodríguez et al. 2002, cita los siguientes métodos:
4.2.1.1. Método americano
Empleando un plumón indeleble o lápiz se escribe el número del colector en la parte inferior derecha de la parte externa del periódico, en los 3 ejemplares de la misma muestra, es el método más utilizado actualmente.
4.2.1.2. Método argentino
Esta basado en la elaboración pre-campo de etiquetas colgantes perforadas de 3 x 5 cm, empleando hilo pavilo se amarra al tallo de cada una de las 3 muestras.
4.2.1.3. Método europeo
En las partes vegetativas de la planta colectada se coloca una pequeña etiqueta que consigna el nombre (s) y número de colector, presenta una ranura para su incrustación.
4.2.2. Técnicas
Existe mucha diversidad en la morfología de las plantas, en este sentido se debe tener consideraciones especiales para el prensado de las muestras
4.2.2.1. Especies carnosas o bulbosas
Con el propósito de diferenciar la morfología interna y externa se realizan cortes transversales y longitudinales delgados de la rama principal, las flores y los frutos, raíces tuberosas, tubérculos, etc., esta técnica a su vez permite facilitar el secado.
4.2.2.2. Araceae
Existen Aráceas pequeñas y grandes, en cuanto a las pequeñas la colección será completa si se adjunta muchos individuos de la misma muestra y si sobrepasa el tamaño de la cartulina de montaje efectuar un doblez; en el caso de las grandes disectarlas teniendo especial consideración con el tallo, pecíolo, lámina foliar, pedúnculo, éspata y espádice. Si las las hojas son grandes deben ser seccionadas considerando sus simetría, es decir eliminando un lado justo antes del nervio medio y las partes que exceden el períodico realizar los dobleces
necesarios.
4.2.2.3. Palmeras
Para realizar un buen prensado de palmeras se disectará longitudinalmente una parte del tallo y peciolo. En las especie con hojas palmadas como Mauritia flexuosa “aguaje” se realiza un corte longitudinal-perpendicular en la mitad de la lámina foliar, en el caso de especies con hojas pennadas como Bactris gasipaes “pijuayo” se colecta la parte basal, central y terminal de la hoja, se corta las pinnas de un lado, menos el segmento apica; cuando las semillas son grandes y duras es necesario partirlas por la mitad.
4.2.2.4. Helechos
Se prensa una parte basal y media de la fronda seccionados lateralmente, una parte apical entera, también se prensan partes del peciolo cortadas longitudinalmente, se debe sumar a una parte del rizoma.
4.2.2.5. Heliconias
Cuando la hoja es grande se prensa al igual que el helecho; en el caso de ser muy anchas remover la mitad sin afectar la nervadura media o principal. Se secciona transversalmente en partes la inflorescencia.
4.2.2.6. Bromeliáceas
Para las bromelias grandes se tomará una hoja completa, el dobles de esta muestra puede variar en forma de V, W, L, M, N y Z; las inflorescencias grandes son seccionadas en partes longitudinales basale, medio y apical.
4.2.2.7. Plantas con hojas compuestas
En plantas con hojas compuestas como el huayruro y cedro, se incluye la hoja y una parte del tallo, esto permite distinguir si la especie presenta hoja opuesta o alterna. En el caso de especies con hojas compuestas del tipo palmadas se eliminan algunos foliolos dejando foliolos pequeños, medianos y grandes; en el caso de especies con hojas bipinnadas y en consideración a su simetría bilateral se eliminan algunas partes de tal manera que los cortes no afecten a la forma general de la hoja.
4.2.2.8.9. Plantas acuáticas
Se recomienda colectarlas dentro de periódico mojados y luego enrrollados, una vez en el campamento la planta se introduce en agua para estirar o lograr una buena extensión de todas sus partes, luego se prensa en el periódico. Cuando se ha hecho una pila tamaño considerable hacen paquetes amarradas con hilo pabilo, dejando una abertura en su parte superior con las muestras visibles.
4.3. Preservado
Una vez formado el paquete de muestras estas se depositan en una bolsa de polietileno, adhiriendo preservante de manera uniforme a todas las muestras, que permitirá que las muestras colectadas no sufran defoliación y ataques de hongos o algún agente que provoque el deterioro de las muestras. Según Trigoso, 1982 las soluciones pueden ser:
4.3.1. Para evitar defoliación
Se emplea la solución FA:
- Formol 40 % 25 %
- Alcohol etílico (70° – 95°) 25 %
- Agua 50 %
4.3.2. Para evitar ataque de hongos
Se emplea la solución FAA:
- Formol 40 % 10 %
- Alcohol etílico (70° – 90°) 50 %
- Agua 35 %
- Ácido acético glacial 5 %
Aunque actualmente muchos investigadores solo emplean una combinación 1:1 de agua y alcohol, posteriormente se sella la bolsa con cinta de embalaje. Rodríguez, Rojas & Vasquez, 2002 indican que el porcentaje de alcohol depende de la estructura de las plantas, las plantas suculentas necesitan una mayor concentración que las plantas con hoja.
-cartáceas.
Emplear este método provoca una decoloración de las muestras, sin embargo en algunos taxa puede ayudar en la identificación de familia, por ejemplo en algunas especies de Icacinaceas las muestras secan de color violeta oscuro, este método de preservación resulta ideal si se realizan expediciones de mucha duración dónde no se tiene estufa de secado cerca.
Las flores son preservadas en frascos de vidrio con una solución de alcohol al 50 % con unas gotas de glicerina. Si el sacado de las muestras es el mismo día de la colección se seca directamente sin preservar o se rocía la muestra con una solución de formol al 10%, provocando la muerte inmediata de los tejidos de la planta evitando el desprendimiento de sus partes.
4.4. Secado
Ya en el herbario se procede a secar las muestras considerando la fecha de preservación, las muestra se colocan una por una entre cartón secante y aluminio corrugado a manera de un “sanwicht” (Figura 2), estos materiales permiten un mejor secado de las muestras, el cartón secante absorbe la humedad y el aluminio corrugado permite la circulación de aire caliente. Cuando se tiene una pila de considerable tamaño se emplea una prensa de madera a ambos lados de la pila sujetada con dos cinturones o cuerda para mantener la presión durante el tiempo de secado.
Existen diferentes formas de secar muestra botánicas, la selección del tipo adecuado va a depender la velocidad de secado requerida y la disposición económica de la institución por asumir el costo del tipo de secador. Los secadores de plantas por lo general son:
- Estufa secadora con temperatura controlada.
- Cocina eléctrica
- Cocina a gas.
- Secador con focos 50 watts.
- Resistencias lineales
Por lo general los secadores son cajas armables (60 cm de ancho x 1 m de alto x 2 m de largo) construidos a base de madera o láminas de cemento, complementadas con fuentes de calor como cocinas a gas o eléctricas, resistencias lineales, o una cantidad considerable de focos de 50 watts. Generalmente la temperatura varía entre 60°C y 70 °C, es necesario cambiar la posición de secado ya que algunas muestras secas más rápido que otras, el tiempo requerido empleando cocina eléctrica es de 24 horas para muestras con hojas cartáceas, la textura crocante de las hojas indican que la muestra está en su punto óptimo de secado, se puede proceder a separar las muestras. Algunos investigadores prefieren exponer las muestras a la radiación solar en una superficie plana de aluminio presionada con algún elemento plano para evitar que las muestras se arruguen por el efecto del calor, la desventaja de este método es que las muestras se secan en mayor tiempo y al finalizar cada día se debe cambiar el periódico ya que estas absorben la humedad de la planta.
4.5. Determinación
Para asignar el nombre científico correcto a la planta colectada se recurre a claves de identificación indicadas en bibliografía especializada como floras o flórulas, estas predeterminaciones son comparadas con las escicatas de herbario, o enviadas a especialistas de grupos para confirmar la identificación. El conocimiento de terminología botánica es indispensable para el empleo de claves de identificación.
La identificación de palmeras a partir de material pobre o fragmentado y con datos incompletos es por lo general imposible.
4.6. Montaje
Las muestras determinadas se montan en cartulina especial “foldcote” de 42 x 28 cm, las cartulinas deben estar membretadas con el nombre del herbario al que pertenece la colección. Las muestras son cosidas con hilo, pegadas con silicona, cola o papel engomado en la cartulina, en el caso de muestras pequeñas se pegaran o coserán uniformemente sobre la cartulina. Las muestras con hojas e inflorescencias grandes o aquellas de plantas caulifloras son montadas en una sola lámina.
Al margen inferior derecho de la cartulina debe ir la etiqueta de 10 x 15 cm (Figura 4) dónde está indicada la información que se registró en el campo, y al margen inferior izquierdo debe ir un sobre blanco dónde se guarda el material desprendido durante las fases previas del montaje o posteriormente cuando la muestra es usada. Algunos herbarios poseen muestras botánicas repatriadas que consiste en fotos de muestras botánicas colectadas por instituciones extranjeras pero que no se encuentran en ningún herbario nacional.
Si las muestras fueron determinadas erróneamente, los especialistas de familias pueden asignar el nombre correcto al escicata, para esto emplean boletas personalizadas en donde indican el nombre taxonómico correcto, su nombre, la institución para la que trabajan y la fecha de la determinación.
V. Resultados
- Graficar equipos de colección.
- Graficar muestras prensadas en periódico (colectadas en prácticas).
- Indicar técnicas de preservado de hojas, flores y frutos (realizar búsqueda de información).
- Elaborar etiquetas de cada muestra colectada.
VI. Bibliografía
- Font, Q. P. Diccionario de Botánica. 2 da ed. Ed. Peninsula. Barcelona, España. 1244 p.
- Gentry, A. 1996. A Field Guide to the Families and Genera of Woody Plants of Nortwest South America (Colombia, Ecuador, Peru) with supplementary notes on herbaceous taxa. The University of Chicago Press & Conservación Internacional. Chicago, USA. 895 p.
- Maas, P.J.M.; Westra, L.Y.Th. & Farjon, A. 1998. Familias de Plantas Neotropicales: Una Guía Concisa a las Familias de Plantas Vasculares en la Región Neotropical. Organization for Flora Neotropica. Alemania. 315 p.
- Parrota, J. A.; Francis, J. K. & De Almedia R. R. 1995. Trees of the Tapajós: A Photographic Field Guide. United Status Department of Agriculture. Fortest Service. 370 p.
10. ANÁLISIS DE LA COMUNIDAD.
Área Mínima y el Método del Cuadrado.
10.1. Introducción.
Todo el estudio cuantitativo de una comunidad tiene por objeto obtener datos utiles para su comprensión y caracterización. Puesto que la única forma de estudiar las comunidades vegetales es a través de muestras adecuadas, es necesario que el muestreo nos proporciones la mayor cantidad de información útil y verídica. Para que una muestra sea representativa de una comunidad, debe obtenerse de tal forma que sus valores estadísticos sean buenos estimadores de los parámetros de la población estadística de la cual fue tomada.
Para las comunidades, se acostumbra obtener el área mínima de muestreo antes de de realizar cualquier estudio ecológico. El área mínima de la comunidad se define como el área mas pequeña que representa adecuadamente la composición de especies de la comunidad.
El tamaño del área mínima depende de la comunidad que se estudie y varía entre amplios límites.
Para comunidades vegetales de climas templados se han propuesto los siguientes valores empíricos (Mûller-Dombois y Elleberg, 1974):
Bosque (estrato arbóreo) de 200 a 500 m2
Bosque (estrato herbáceo) de 50 a 200 m2
Pastizal seco de 30 a 100 m2
Matorral de 10 a 25 m2
Comunidades de musgo de 1 a 4 m2
Comunidades de líquenes de 0.1 a 1 m2
El método más usual para determinar el área mínima en el campo es el de los puntos anidados.
En este se recomienda considerar inicialmente una pequeña área, poe ejemplo, 0.5 x 0.5 m (0.25 m2) y contar todas la especies presentes. El área se duplica sucesivamente y se anotan las especies adicionales que se encuentran en cada duplicación (Fig. 1). Una vez hecho esto, se construye una gráfica del número de especies-área (Fig. 2).
El área mínima es el área muestral en la cual la curva se hace casi horizontal; como la anterior no es una definición exacta, es aconsejable escoger un área un poco mayor como tamaño adecuado de la comunidad muestral o cuadrado.
Idealmente, el área mínima debe establecerse para la comunidad tipo (por ejemplo Bosque de coníferas) y no solamente y no solamente para una comunidad miembro del tipo (por ejemplo: bosque de Pinus de encasa, Pue.) esto significa que el área mínima debe de determinarse en varias comunidades similares.
Una vez determinada el área mínima de la comunidad, pueden efectuarse los estudios ecológicos conducentes a la caracterización de la comunidad bajo estudio.
Existen dos escuelas ecológicas en cuanto a la forma de colectar los datos de campo. Una de ellas, denominada semicuantitativa o Braun-Blanketiana, que surgió en Europa Central, estima los parámetros comunitarios de acuerdo a una escala arbitraria de números ascendentes. La otra tendencia (Escuela Americana) trata de asignar un valor preciso y dimensional a cada uno de los parámetros cuantitativos de la comunidad.
Uno de los métodos más utilizados por la escuela cuantitativa es el denominado Método del cuadrado, que permite determinar con presición la densidad, la cobertura y frecuencia de las especies dentro de la comunidad y, con base en estos datos, destacar la importancia relativa de cada una de ellas.
El método del cuadrado no necesita de áreas en forma cuadrada o cuadrangular, sino que pueden emplearse áreas con otras formas geométricas que delimiten una superficie constante y conocida (rectángulos, círculos, etc.).
El plano circular se utiliza preferentemente para terrenos planos con Vegetación más bien escasa. El plano cuadrado se usa también para terrenos planos pero con vegetación más abundante, y el rectangular en lugares donde se presentan gradientes ambientales bien definidos. La colocación y número de los cuadrados con que se va a muestrear puede hacerse de forma sistemática o bien al azar.
Los parámetros que pueden determinarse mediante un muestreo por el método del cuadrado son, principalmente:
a) Densidad. Número de individuos de una especie por unidad de área o volumen.
b) Densidad relativa. Densidad de una especie referida a la densidad de todas las especies del área.
c) Frecuencia. Número de muestras en la que se encuentra una especie
d) Frecuencia relativa. Es la frecuencia de una especie referida a la frecuencia total de todas las especies.
e) Dominancia. Es la cobertura de todos los individuos de una especie, medida en unidades de superficie.
f) Dominancia relativa. Es la dominancia de una especie referida a la dominancia total de todas las especies.
El valor de importancia de cada especie se obtiene sumando sus valores relativos de densidad, frecuencia y dominancia y nos proporciona información de la influencia de dicha especie dentro de la comunidad; varia de entre 0 y 300.
10.2. Material.
4 estacas
1 cinta métrica 50 m
1 cinta métrica de sastre
1 cuerda o hilo grueso
1 libreta de campo
1 lapiz
10.3. Procedimiento
Utilizando el método de los cuadrados anidados, determine el área mínima de la comunidad bajo estudio, ayudándose para esto, de las cintas métricas y de la cuerda. Utilice sus datos para llenar la tabla de trabajo 1 (se sugiere empezar con un área de 2 m2).
Después de determinar el área mínima, utilice ésta como unidad de muestreo, delimitándola por medio de las estacas y de la cuerda. Proceda a determinar el área basal o diámetros principales de la copa y la especie a la cual pertenece cada uno de los individuos de la muestra. Anote sus datos en la tabla de trabajo 2.
10.4. Análisis de resultados
Obtenga para cada especie, utilizando los datos de todo el grupo, los valores de densidad, dominancia y frecuencia absolutas y relativas, asi como el valor de importancia. Acomode sus datos en la tabla de trabajo 3.
10.5. Cuestionario.
-
Compare las áreas mínimas que se obtendrían en una selva baja perennifolia y en un bosque de confieras.
-
¿Cómo afecta al área mínima la heterogeneidad de una comunidad?
-
Con base en la gráfica especie-área obtenida, ¿cuál considera que es el número total de especies de la comunidad?
-
Relacione el concepto de valor de importancia con la amplitud de nicho ecológico de una especie
-
¿Qué problemas presenta el concepto de densidad en las comunidades vegetales?
10.6. Bibliografía.
Franco-López et al. 1989. Manual de ecología. Análisis de la comunidad II. Área mínima y método del cuadrado para comunidades vegetales. Ed. Trillas. P. 93-100
-
VALOR DE IMPORTANCIA EN PLANTAS.
Introducción.
Una de las formas de caracterizar una comunidad vegetal es mediante la estimación del valor de importancia de cada una de las especies presentes. Este proporciona información sobre la influencia de cada especie dentro de la misma comunidad. Se obtiene a partir de la determinación precisa de la densidad, la cobertura y la frecuencia de cada especie. Bajo un muestreo estricto y representativo usando el método de cuadrantes. No se requiere que el área a muestrear sea cuadrada, sino que tan solo este bien delimitada. El criterio de la forma del área a muestrear depende del tipo e vegetación, estrato y objetivos del estudio etc. La colocación de las áreas de muestreo puede ser sistemáticamente o al azar.
Los parámetros que deben determinarse para la estimación del valor de importancia son los siguientes:
a) Densidad. Numero de individuos de una especie por unidad de área o volumen.
b) Densidad relativa. Densidad de una especie referida a la densidad de todas las especies del área.
c) Frecuencia. Numero de muestras en las que se encuentra una especie.
d) Frecuencia relativa. Frecuencia de una especie referida a la frecuencia total de todas las especies.
e) Dominancia. Cobertura de todos los individuos de una especie, medida en unidades de superficie.
f) Dominancia relativa. Dominancia de una especie referida a la dominancia de todas las especies.
Densidad = Densidad relativa de una especie X numero total de individuos
100
Densidad relativa = Numero de individuos e una especie X 100
Numero total de individuos.
Dominancia = Densidad de una especie X promedio de dominancia de la especie.
Dominancia relativa = Dominancia de una especie X 100
Dominancia total para todas las especies
Frecuencia = Numero de puntos es que aparece una especie
Frecuencia total de las especies
Frecuencia relativa = Frecuencia de una especie X 100
Frecuencia total de todas las especies
Valor de importancia = Densidad relativa + Dominancia relativa + Frecuencia relativa
El valor de importancia estimado para cada especie podrá asumir una cifra entre 0 y 300. Los valores de importancia de todas las especies sumandos serán de 300.
Objetivos.
ü Calcular un índice ecológico que permita jerarquizar la importancia de cada especie en la comunidad.
ü Aprender a sacar el mayor provecho de los datos obtenidos en prácticas precedentes.
Material.
ü Mecahilo o rafia.
ü Marcador.
ü Cinta métrica.
ü Lápiz.
ü Calculadora.
ü Libreta de campo.
Metodología.
ü Antes de realizar el muestreo es necesario determinar el área mínima de muestreo.
ü En el registro de datos se obtendrán datos de cobertura (número de intersecciones por especie), para determinar la dominancia de frecuencia (numero de cuadrados en que aparece cada especie) y densidad (número de individuos por unidad de área)
ü El registro de datos y especies puede hacerse en la forma adjunta lo cual facilitara los cálculos.
Resultados.
CUADRANTE # 1
Acacia gregii 2 individuos.
Celtis pallida 4 individuos.
CUADRANTE # 2
Celtis pallida 1 individuo.
Prosopis glandulosa 1 individuo.
Opuntia leptocaulis 5 individuos.
Opuntia rastrera 1 individuo.
CUADRANTE # 3
Acacia gregii 1 individuo.
Celtis pallida 1 individuo.
Opuntia imbricata 2 individuos.
Opuntia leptocaulis 1 individuo.
CUADRANTE # 4
Opuntia leptocaulis 6 individuos.
Opuntia rastrera 3 individuos.
Acacia gregii 7 individuos.
Florencia ilicifolia 2 individuos.
Yucca elata 1 individuo.
Opuntia imbricata 2 individuos.
Prosopis glandulosa 1 individuo.
CUADRANTE # 5.
Opuntia rastrera 4 individuos.
Opuntia leptocaulis 3 individuos.
Acacia gregii 5 individuos.
Celtis pallida 5 individuos.
Prosopis glandulosa 2 individuos.
Bigiera eslolonova 1 individuo.
LOCALIZACIÒN DEL AREA DE ESTUDIO. 25º 25` 56.75`` N Y 103º 35` 18.18``W
DISPOSICIÒN DE CUADRANTES (ÁREA MÍNIMA).
TOTAL = 400 mts 2
Localidad Sierra del Sarnoso Sistema de uso de la tierra agostadero .
Transecto Cuadro Tamaño del área mínima 4oomts2 .
Fecha 10 – Septiembre - 2005 Otra información .
|
Especie
|
Numero de
individuos
|
Densidad
|
Densidad
relativa
|
Dominancia
|
Dominancia
relativa
|
Frecuencia
|
Frecuencia
relativa
|
Valor de
importancia
|
|
Acacia gregii
|
15
|
15
|
24.59
|
45
|
33.43
|
.8
|
17.39
|
75.41
|
|
Celtis pallida
|
11
|
11
|
18.03
|
24.2
|
18
|
.8
|
17.39
|
53.42
|
|
Prosopis glandulosa
|
4
|
4
|
6.56
|
3.2
|
2.38
|
.6
|
13.04
|
21.98
|
|
Opuntia leptocaulis
|
15
|
15
|
24.59
|
45
|
33.43
|
.8
|
17.39
|
75.41
|
|
Opuntia rastrera
|
8
|
8
|
13.11
|
12.8
|
9.51
|
.6
|
13.04
|
35.66
|
|
Opuntia imbricata
|
4
|
4
|
6.56
|
3.2
|
2.38
|
.4
|
8.70
|
17.64
|
|
Florencia ilicifolia
|
2
|
2
|
3.28
|
.8
|
.59
|
.2
|
4.35
|
8.22
|
|
Yucca elata
|
1
|
1
|
1.64
|
.2
|
.15
|
.2
|
4.35
|
6.14
|
|
Bigiera eslolonova
|
1
|
1
|
1.64
|
.2
|
.15
|
.2
|
4.35
|
6.14
|
Conclusiones.
¦ El mayor peso ecológico de las especies semidesérticas presentes en la Sierra del Sarnoso, se concentra en dos especies Acacia gregii y Opuntia leptocaulis.
¦ Por lo tanto estas dos especies mencionadas son las que tienen un valor de importancia mucho mayor a las demás especies encontradas en el área a estudiar.
¦ Esto como consecuencia al tipo de bioma al que están sujetas estas dos especies, ya que solo pueden vivir en este tipo de ecosistemas.
¦ El tipo de vegetación que corresponde a esta área es matorral micrófilo.
¦ Ambos objetivos planteados al inicio de la práctica fueron alcanzados satisfactoriamente por todo el grupo de quinto semestre.
Literatura citada.
¦ Manual de prácticas de Biología de Campo.
12. Índices de diversidad por Gregory S. Gilbert
Introducción
La gran riqueza biológica de los bosques tropicales ha atraído mucha atención entre ecólogos y biólogos mundiales. Muchas preguntas fundamentales de la ecología de comunidades involucran investigaciones acerca de los mecanismos desarrollados para el mantenimiento de diversidades bajas o altas en varios hábitats. Además, algunas decisiones relacionadas con la conservación de áreas naturales, muchas veces dependen de medidas de diversidad. No obstante, hay una gran variedad de índices de diversidad y mucho desacuerdo sobre la mejor manera de medir diversidad. A continuación se presentan varios métodos sencillos y comunes para medir la diversidad de comunidades biológicas.
Riqueza
Una de las medidas más comunes y fáciles de determinar es la riqueza de especies en una comunidad. La riqueza es el número de especies presente en la comunidad. La riqueza de una comunidad frecuentemente contiene suficiente información sobre la diversidad de las comunidades bajo estudio para evaluar hipótesis interesantes. La riqueza no incluye información sobre la abundancia relativa de especies en una comunidad.
Una manera informativa para mostrar la diversidad de una comunidad y para evaluar si el diseño del muestreo es suficiente para incluir la mayoría de especies en una comunidad, es producir un gráfico de especies-área o especies-individuos. Por ejemplo, si quisiéramos ver cuántos tipos de árboles viven en un bosque viejo vs. un bosque joven en la sierra El Sarnoso, podemos establecer 10 parcelas de 5m x 5m en los dos tipos de vegetación y apuntar cuáles especies de árboles se encuentran en cada parcela (Tabla 1).
En cada tipo de vegetación independientemente, se puede contar el número acumulativo de especies diferentes con la adición de cada parcela nueva (Figura 1). De esta manera podemos ver que (1) la riqueza de un tipo es más alta que la del valle y (2) que hemos colectado la mayoría de las especies que vamos a encontrar en el valle (la curva es casi plana) pero en casi todas las parcelas en el cerro encontramos más especies nuevas. Cuando las parcelas de las dos comunidades tienen números muy diferentes de individuos, es útil hacer los gráficos con especies acumulativas por número de individuos acumulativo, en lugar de número de parcelas. Si quisieras comparar dos o más comunidades, es muy importante tener igualdad de esfuerzo de muestreo (la misma área, el mismo número de árboles, etc.) en las comunidades.
El uso de la riqueza de especies como medida de diversidad es (1) fácil de determinar y (2) intuitiva. No obstante, es (3) sensitiva a diferencias en el tamaño de la muestra, (4) no contiene información de abundancia relativa de las especies y (5) difícil de comparar estadísticamente.
Abundancia relativa
Hay mucha información sobre la estructura de una comunidad biológica en la abundancia relativa de especies. Para mostrar estos datos gráficamente, es necesario determinar el número de especies por categoría de individuos, obteniendo así varias abundancias dentro de la comunidad. Por ejemplo, en las comunidades de la Tabla 1, había dos especies con dos individuos en el bosque viejo, pero este caso nunca ocurrió en el bosque joven. El número de especies con 1, 2, 3, ... 53 individuos está resumido en la Tabla 2. En este caso, y frecuentemente en hábitats de alta diversidad, la mayoría de las categorías van a tener 0 ó 1 individuo, una situación difícil de interpretar gráfica o analíticamente. Es útil agrupar las categorías de frecuencias en escalas logarítmicas que dependerán de los datos que tengamos (log2: 2,4,8,16,32,64...; log10: 1,10,100,1000, 10000...) . En nuestro ejemplo, podemos decir que el bosque viejo tiende a tener más especies escasas (1-4 individuos) que el bosque joven.
Esta estructura contribuye a la alta diversidad (y a las dificultades en conocer todas las
especies) en el bosque viejo comparado con el bosque joven (Figura 1).
El uso de gráficos para el análisis de frecuencias relativas es (1) muy fácil de hacer, (2) conserva la mayoría de la información colectada y (3) es muy útil en el análisis sujetivo de la estructura de las comunidades. La comparación cuantitativa entre las curvas para dos comunidades es posible con una computadora, usando la prueba Kolmogorov-Smirnoff.
Indice de diversidad Shannon-Wiener
El índice de diversidad más común en la literatura es el de Shannon-Wiener (H') (a veces este índice se llama Shannon-Weaver, por errores históricos). Este índice pretende integrar toda la información de frecuencias relativas de las especies en un solo número, llamado H'. H' usualmente cae entre 1.5 y 3.5 y casi nunca sobrepasa 4.5; un índice alto indica alta diversidad. La fórmula para el índice es H' = - Spi lnpi, donde pi es la proporción del número total de individuos representado por una especie i.. Frecuentamente usado junto con H' es un índice de equidad (E) de las especies (donde la equidad máxima ocurre cuando todas las especies tienen el mismo número de individuos). Como la diversidad máxima occure cuando todas las especies son igualmente abundantes, el Hmax = lnS (donde S = el número de especies en el sistema). Podemos calcular la equidad como una proporción de equidad máxima
Para calcular los índices H' y E, ayuda organizar los datos en una tabla como la Tabla 3 (datos de la Tabla 1, bosque viejo). Aplicando las fórmulas a los datos en la Tabla 3, vemos que según estos cálculos, la diversidad de árboles en el bosque viejo (H' = 2.052 ± 0.004) es significativamente mayor que la del bosque joven (H' = 1.437 ± 0.005) (t = 6.48, g.l. = 309, P = .01). La equidad del bosque viejo es un poquito más alta (E = 0.856) que en el bosque joven (E = 0.738) (comparación subjetiva), lo que significa que el bosque viejo no está tan dominado por una o dos especies de árboles como el bosque joven.
Estos índices tienen tres limitaciones principales: (1) suponen que todas las especies del sistema están incluídas en el muestreo, (2) hay una reducción grande en la cantidad de información llevada en el índice comparado con los datos originales y (3) es sensible a variación en el tamaño de la muestra. Como ventajas, podemos mencionar que (1) es un índice comunmente usado y (2) es apropriado para pruebas estadísticas entre comunidades.
Otros índices
Hay muchos más índices y análisis disponibles en la literatura. Todos tienen aspectos positivos y negativos. Un libro muy bueno sobre el tema es Magurran, Anne E. 1988. Ecological Diversity and Its Measurement. Princeton University Press, Princeton, New Jersey. 179 pp. (ISBN 0-691-08491-2).
13. ¿Cómo se miden los patrones de dispersión? Por Kyle E. Harms
¿Qué son los patrones de dispersión?
Los patrones de dispersión son las diferentes maneras en que los individuos de una población pueden estar distribuidos en el espacio y/o relacionados el uno con el otro. Por ejemplo, uno podría preguntar:
•¿Cuál es el patrón de dispersión de árboles en una plantación?
•¿Cuál es el patrón de dispersión de árboles caídos dentro de una parcela?
•¿Cuál es el patrón de dispersión de árboles de tallos de la palma Elais oleifera?
Las respuestas a estas preguntas serían de la siguiente forma:
•Los árboles de una plantación están regularmente distribuídos.
•Los árboles caídos están distribuídos al azar.
•Las palmas están agrupadas en áreas de suelos mojados.
Se pueden ver que existe una secuencia contínua desde un patrón de dispersión regular o un patrón en que todos los individuos están en grupos - hasta el extremo en que todos los
individuos están situados en el mismo punto en el espacio (Fig. 1).
¿Cómo se miden estos patrones?
Un método muy sencillo para medir patrones de dispersión es colectar datos sobre el número de individuos que caen u ocurren dentro de parcelas o cuadrantes. Es importante 71
tomar datos de suficiente cuadrantes (pero eso es un tema sobre el cual no voy a escribir aquí). Una vez obtenidos estos datos, se toma el promedio y la varianza del número de individuos por parcela o cuadrante. El promedio dividido por la varianza resulta en la proporción varianzapromedio ("variance-to-mean ratio"). Esta proporción puede tomar valores entre cero e infinito. U valor de cero coresponde a un patrón de dispersión completamente regular (Fig. 1- A). Un valor de uno coresponde a un patrón completamente al azar (Fig. 1-B). Un valor entre cero y uno coresponde a un patrón entre regular y al azar - relativamente más cerca de un patrón regular mientras más se acerca a cero. Finalmente, un valor mayor que uno significa que el patrón es agrupado - relativamente más agrupado a medida que el valor es mayor (Fig. 1- C).
Se puede usar esta proporción así o se puede usar para calcular un índice. Esto, entonces, es un ejemplo de un índice de dipersión (ID) y tiene la fórmula:
donde n = el número de parcelas o cuadrantes usados. ID tiene una distribución estadística parecida a la del Chi-cuadrado (c2). Entonces, sólo hay que comparar el valor de ID con el valor de c2. Si ID no es significativamente diferente que el c2, los individuos de la población están distribuído al azar; si tiene un valor significativamente menor los individuos están distribuídos regularmente y si tiene un valor mayor, están agrupados.
¿Hay alternativas?
Hay varios métodos para estimar patrones de dispersión. La proporción varianza-promedio es muy facil y rápida de usar. Desafortunadamente, no es perfecta. Los otros métodos consisten en determinar los valores de parámetros de modelos que describen distribuciones estadísticas. La comparación de parámetros se puede utilizar para determinar si el grado de aleatoriedad del patrón de dispersión de una población es parecido o no al de otra población.
La última posibilidad que menciono es obtener los datos de los vecinos más cercanos a cada individuo. Por ejemplo, uno podría usar la información de un mapa que tiene las coordenadas "x" y "y" de cada individuo de la población. Esta información se puede usar para calcular el promedio de las distancias entre todos los vecinos más cercanos (usamos "robs" para este promedio observado). Es posible también obtener la distancia del vecino más cercano, sin un mapa, de una muestra de los individuos de la población Simplemente hay que buscar el vecino más cercano y medir esta distancia para cada individuo de la muestra. Cuando ya tiene el promedio de las distancias y la densidad de la población ("d"), si los individuos están distribuídos al azar, el valor esperado sería:
Si el promedio observado de la distancia, "robs" es menos que el esperado, "resp", con la formula, tiene una población con individuos agrupados. Si el valor del "robs" es mayor que el esperado, "resp", tiene una población con individuos regularmente distribuídos.
¿Qué es lo más importante que debemos recordar al describir patrones de dispersión?
¡La escala! El tamaño de la parcela o del cuadrante que usamos para colectar datos y de la porción del mapa sobre el cual colectamos datos, determina la escala en que podemos hablar del patrón de dispersión de los individuos de la población. Por ejemplo, en una escala continental las especies que conocemos se encuentran agrupadas - no hay ninguna especie que exista naturalmente en cada continente; entonces, están agrupadas todas en la escala más grande.
En una escala dada, los individuos de una población pueden estar al azar o regularmente dispersos, pero en una escala más grande pueden estar agrupados (Fig. 2). Vean que en la Figura 2 la población está dividida en 2 grupos. Si usamos una escala relativamente pequeña y colectamos información solamente en el noroeste del área, vamos a decir que tenemos un patrón al azar para esa área. Si usamos la misma escala solamente en el sureste, vamos a encontrar un patrón regular. Y, si usamos una escala mayor que cubre todo el mapa, vamos a concluir que tenemos una población que tiene individuos espacialmente agrupados.
Un ejemplo usando los datos de la Figura 2.
Para el ejemplo voy a utilizar la proporción varianza-promedio para describir los
patrones de dispersión.
1) Usando cuadrantes del tamaño 2, sólo en el noroeste. Los datos de los 16 cuadrantes del tamaño 2, puestos en la esquina del noroeste, serían: 0,1,2,1,3,0,2,2,5,2,1,2,1,3,2,4
El promedio = 1.88
La varianza = 1.85
La proporción varianza-promedio = 0.98
Esto sí está muy cerca de 1.00, el valor de una población con individuos
Perfectamente distribuidos al azar.
2) Usando cuadrantes del tamaño de la escala 2 sólo en el sureste. Los datos de los 16 cuadrantes del tamaño 2, puestos en la esquina del sureste,
serían: 2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2,2
El promedio = 2.00
La varianza = 0.00
La proporción varianza-promedio = 0.00
Un valor de 0.00, es el valor de una población con individuos perfectamente
Regularmente distribuidos.
3) Usando cuadrantes del tamaño 1 para todo el mapa. Los datos de cuadrantes del tamaño 1, puestos por todo el mapa, serían:
7,8,0,0,0,0,9,7,4,0,8,8,3,1,0,0,8,8
El promedio = 3.94
La varianza = 14.41
La proporción varianza-promedio = 3.66
Un valor de 3.66 es más grande que 1 y entonces representa una población con individuos distribuidos en grupos por el espacio.
¿Por qué nos interesa obtener información sobre patrones de dispersión?
Patrones como estos son descripciones de poblaciones. Medir tal cosa no es hacer un experimento, es solamente hacer una descripción. Aunque tomar estos datos no es un experimento en sí, los patrones usualmente generan preguntas o hipótesis sobre los mecanismos que generan los patrones. Por ejemplo:
Mi hipótesis sobre los árboles de una plantación es que los árboles fueron puestos así por los seres humanos. Mi hipótesis sobre los árboles caídos es que los árboles más débiles están dispersos al azar por la comunidad de árboles y que los árboles más débiles son los que van a caer pronto (y producir los próximos árboles caídos).
Mi hipótesis sobre las palmas es que requieren mucha agua en el suelo para sobrevivir las sequías y que este tipo de suelo ocurre en parches.
Hipótesis como estas se pueden someter a prueba y fueron originadas por los patrones que medimos. Sin los patrones no hubiéramos tenido razones para empezar a proponer hipótesis para entender las causas - si no hay patrón, no podemos buscar la causa de un patrón!
Bibliografía
Una buena referencia sobre patrones de dispersión, medidas de poblaciones y métodos ecológicos en general es: Southwood, T.R.E. 1978. Ecological Methods. Chapman and Hall, New York. El capítulo 2 tiene información sobre cómo estimar patrones de dispersión. Se puede encontrar el libro en la biblioteca del Smithsonian Tropical Research Institute, Panamá, bajo el número QH 541.28.S68.
14. APLICACIÓN DE LA COMPUTADORA AL ANÁLISIS DE DATOS
Y A LA RESOLUCIÓN DE PROBLEMAS EN ECOLOGÍA.
a). Introducción a los programas estadísticos computacionales
1. Programa estadístico SPSS v.10
2. Programa estadístico Ecology (Kreb, 1985)
3. Programa estadístico Statles 2000
4. Global Mapper 7.04
5. Arcview 3.2
6. Entre otros…
15. INVESTIGACIÓN FINAL.
PATRÓN DE DISPERSIÓN DE LA CACTÁCEA Opuntia microdasis.
Siguiendo los requisitos de las prácticas anteriores se realizará una investigación sobre la distribución predictiva de alguna especie de importancia comercial o ecológica en el área del valle de las piedras encimadas. Mediante el marcaje de GPS de cada una de las plantas (Romero, 2006) se calcularán los límites máximos y mínimos de cada parámetro estimado (vr. gr. Elevación, pendiente y aspecto, entre otros), para posteriormente realizar extrapolaciones de dichos datos en Arcview 3.2. dichas extrapolaciones nos darán manchones coloreados los cuales se interpolaran a hectáreas o km2 y resultarán una cobertura de puntos por km2. Mediante una metodología similar al de las tablas de frecuencia se calculará el porcentaje de predicción para cada color. Obteniendo finalmente un mapa predictivo por km2.
El trabajo se entregará en formato WORD (Arial 11 pts) y POWER POINT por equipo, especificando el porcentaje de participación de cada participante.
Se recomienda que el trabajo final sea lo más apegado a un artículo científico,. Además, se recomienda que se entregue engargolado y a color (Formato texto) y en Formato digital o electrónico (Power Point).
16. METODOLOGÍA. PROBLÉMICA-PARTICIPATIVA-CREATIVA.
Tal como procede en la ciencia moderna: conjetura y refutación, hipótesis y prueba. Ideas, información y práctica.
Como es sabido en la Biología de campo no se puede trabajar sólo con la teoría. Por ello, se requiere forzosamente datos del mundo real. Entonces, la guía será: ¿qué medir?, ¿Cómo medir?, ¿con qué medir? ¿Para qué medir?
Medios de Enseñanza.
Campo experimental, laboratorios UJED, videos, proyectores, libros, sierra El sarnoso, entre otros.
EVALUACIÓN.
Evaluaciones por cada unidad donde se calificará lo siguiente:
Asistencia. . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10 puntos
Participación en clase. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10 "
Trabajo de campo……………………………………... 30 ”
Reporte. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . …………………...20 "
Exposiciones. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .30 "
Observaciones generales del maestro. . . . . . . . . . . . . . .±10 "
Y se evaluará al alumno, al programa, al maestro y a la institución. Al inicio, durante y al final del semestre.
NOTA:El alumno que acumule 3 faltas o 6 retardos no tendrá derecho a calificación final y tendrá forzosamente que presentar examen extraordinario.
17. BIBLIOGRAFÍA
Parker R.E., 1981. Estadística para Biólogos Ed. Omega. Segunda edición
Higuera M. 1980. Diseño y métodos experimentales de evaluación de dietas.
Departamento de Biología animal, ecología y genética. Universidad de Granada
Berljin J.D. y Bernardón A.E. 1982. Pastizales naturales. SEP/Trillas. Producción
Vegetal.
Bridarolli, et al.1996. Manual para las investigaciones de biología de campo. Curso Gigante. Panamá, República de Panamá.
Franco-López. 1989. Manual de Ecología. Editorial Trillas.
Colinvaux, P. 1986. Introducción a la ecología. Editorial Limusa.
Krebs, C.J. 1985 Ecología. Segunda edición. Editorial Harla.
Moreno. 2000. métodos para medir la vegetación.
Brower y Zar.1987. Field and laboratory methods for general ecology.
Suárez y Carmona. 1998. Ecología general.
Romero, M. U. 2006. Modelo probabilístico de la distribución geográfica-espacial de la cactácea A. myriostigma en la sierra El Sarnoso, Durango, México. Tesis de Maestria. FAZ-UJED. Ej. Venecia, Durango.
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¦ CALENDARIZACIÓN DE PRÁCTICAS DE CAMPO
1. CARTOGRAFÍA. 3 sesiones (29 Agosto: *.ppt y Lab, 05 Sep: *.ppt y Lab y 12 de Sep: *.ppt y salida de campo)
 Presentación Power Point. 10:00 am. Inivitado: Ing. Antonio Meraz (INEGI) Práctica: desarrollar habilidades para la lectura de mapas (topográficos y temáticos) 3 sesiones.
a). 29 Agosto: Exposición *.ppt, cálculo de coordenadas geográficas de un punto de interés mediante Mapa Topográfico, b). 12 de Sep: Lectura de Mapas Temáticos (Ejercicio: cálculo de pendientes, orientación de la ladera, altitud, áreas y escala en el mapa) y c). 12 de Sep: Orientación en campo mediante Mapa Topográfico (Salida de Campo: encontrar un punto dado en el mapa).
Salida práctica de campo.
Fecha tentativa: Viernes 12 de Septiembre 2008. Hora tentativa: 10:00 hrs.
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2. SISTEMA DE GEOPOSISIONAMIENTO GLOBAL. Una sesión. 19 de septiembre
Presentación Power Point. 10:00 am.
Práctica: desarrollar habilidades para la utilización del GPS mediante la utilización de las teclas “Marck” y “Go To”. Práctica en especies silvestres y “visualización de los puntos en la computadora mediante el programa “DNR Gramin”.
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 19 de septiembre a las 12:00 pm
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3. COLECTA Y PRESERVACIÓN DE ORGANISMOS (ARTROPOFAUNA Y OTROS…). Una sesión. 26 de septiembre
Presentación Power Point. 10:00 am
Práctica: desarrollo de habilidades para la utilización de técnicas de colecta y preservación de artropofauna, herpetofauna, mastofauna, avifauna, etc. formatos de etiquetas y viales. Conocer las técnicas para
su representación escrita.
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 26 Septiembre a las 12:00
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4. HERBORIZACIÓN DE VEGETALES: GUÍA BÁSICA.
una sesione. 03 de Octubre
Presentación Power Point. 10: 00 am. Invitado: Tesista investigador Jovan Medrano. Herbario ESB-UJED.
Laboratorio. conocer las Técnicas de montaje y especificaciones sobre etiquetas y otros…
Práctica: Desarrollar habilidades para la toma de muestras en campo y su preservación. Además de conocer las técnicas de colecta y preservación de ejemplares silvestres (sierra El Sarnoso).
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 03 Octubre a las 12:00
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5. ANÁLISIS DE LA COMUNIDAD. Una sesión. 10 de Octubre
Presentación Power Point. 10:00 am
Práctica: desarrollar habilidades para la toma de datos mediante la técnica “Área mínima y el Método del Cuadrado”
Salida práctica de campo.
Fecha y Hora tentativa: 10 Octubre a las 11:00
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5. VALOR DE IMPORTANCIA EN PLANTAS.
Presentación Power Point. 10:00 am
Práctica de laboratorio: desarrollar capacidades para la aplicación de pruebas computacionales al Registro y análisis de los datos. (comparación) juntos con la práctica anterior.
Práctica de laboratorio.
Fecha y Hora tentativa: 17 Octubre a las 10:00
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6. ÍNDICES DE DIVERSIDAD POR GREGORY S. GILBERT
Presentación Power Point. 10:00 am
Práctica de laboratorio: desarrollo de capacidades para la selección de pruebas en el análisis de índices de diversidad a y b.
Práctica de laboratorio.
Fecha y Hora tentativa: 24Octubre a las 10:00
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7. PATRONES DE DISPERSIÓN.
Presentación Power Point. 10:00 am
Práctica de laboratorio: desarrollar habilidades para el análisis del patrón de la dispersión de las especies y la inclusión del uso del GPS para la comparación.
Práctica de laboratorio y campo.
Fecha y Hora tentativa: 31 de Octubre a las 11:30
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9. APLICACIÓN DE LA COMPUTADORA AL ANÁLISIS DE DATOS
Y A LA RESOLUCIÓN DE PROBLEMAS EN ECOLOGÍA.
Presentación Power Point. 10:00 am
Práctica de laboratorio: desarrollar habilidades para el análisis y presentación de datos ecológicos mediante los paquetes computacionales: DNR Garmin 4.3, Google Earth pro, Global Mapper 9.03, ArcView 3.2, Statlets 3.2 y SPSS 10.
Práctica de laboratorio.
Fecha y Hora tentativa: 07de Noviembre a las 10:00 am
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10. INVESTIGACIÓN FINAL.
Desarrollar habilidades para la integración y presentación de datos mediante una investigación científica en la que apliquen los conocimientos adquiridos durante el curso. Esta investigación se presentará en un escrito científico como lo especifica el Curso Gigante.
El trabajo científico se entregará en formato *.doc y *.ppt en disco o memoria USB.
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*NOTA: DESDE EL LAPSO DE TIEMPO PARA LA ELABORACIÓN Y ENREGA DEL TRABAJO CIENTIFICO COMIENZA EL DÍA 07 DE NOVIEMBRE Y TERMINA EL DIA 28 DE NOVIEMBRE.
**NO HAY PRORROGA DE TIEMPO. EQUIPO QUE NO ENTREGUE EL TRABAJO PERDERA PARTE IMPORTANTE DE SU CALIFICACIÓN. PUDIENDO TENER CALIFICACIÓN REPROBATORIA.
[i] Obra de referencia los alumnos de "Técnicas experimentales en Botánica"
con facilidad en caso necesario.
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y se sujetan por aquellas partes que no importe tapar, nunca por la base de las hojas o tocando las flores, salvo que éstas sean muy grandes, sino por el centro de los entrenudos, pedicelos y pedúnculos (fig. 9).){kind=link}
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